Исследование биохимических показателей митохондрий печени как маркеров гипоксии при регенерации ожоговой раны после экспериментальной термической травмы

Цель исследования — изучение про- и антиоксидантной систем, а также энергообразующей функции митохондрий при комбинированной термической травме.

Материалы и методы. Эксперимент выполнен на крысах-самцах линии Wistar. Сформировано две группы: 1-я, контрольная (n=10), — интактные здоровые животные; 2-я, опытная (n=10), — животные с комбинированной термической травмой (контактный ожог на площади 20% поверхности тела и термоингаляционное воздействие горячим воздухом и продуктами горения). Животных выводили из эксперимента на 1, 7 и 14-е сутки после травмы путем декапитации под наркозом (Золетил + Ксила).

Митохондрии получали путем дифференциального центрифугирования. Для их идентификации проведено электронно-микроскопическое исследование. В митохондриях печени оценивали интенсивность свободнорадикального окисления, активность каталазы, супероксиддисмутазы, сукцинатдегидрогеназы, цитохром с-оксидазы. Результаты исследований обрабатывали с использованием программы Statistica 6.0 (StatSoft Inc., USA).

Результаты. Отмечено повышение интенсивности свободнорадикального окисления в митохондриях печени на 7-е и 14-е сутки после травмы. При этом происходило снижение общей антиоксидантной активности плазмы крови и активности каталазы в эритроцитах при термической травме во все исследуемые сутки после ожога по сравнению с контролем.

К 7-м и 14-м суткам активность супероксиддисмутазы статистически значимо уменьшилась по сравнению со здоровыми животными. Исследование сукцинатдегидрогеназы и цитохром с-оксидазы показало снижение удельной активности ферментов в митохондриях печени на 1, 7 и 14-е сутки после комбинированной термической травмы. Наиболее выраженное снижение активности сукцинатдегидрогеназы и цитохром с-оксидазы отмечено на 14-е сутки после ожога.

Заключение. Выявлены наличие окислительного стресса при комбинированной термической травме, а также комплексный механизм его формирования, подразумевающий как активацию свободнорадикального окисления, так и снижение антиокислительного потенциала с нарушением баланса в функционировании про- и антиоксидантных систем организма. Установлено угнетение энергетического обеспечения клетки, снижение в ней аэробного и усиление анаэробного окисления.

1. Kovalenko O.M. Metabolic intoxication in thermic trauma. Klin Khir 2015; 5: 77–80.
2. Jacob S., Herndon D.N., Hawkins H.K., Enkhbaatar P., Cox R.A. Xanthine oxidase contributes to sustained airway epithelial oxidative stress after scald burn. Int J Burns Trauma 2017; 7(6): 98–106.
3. Оксидативный стресс и воспаление: патогенети­чес­кое партнерство. Под ред. Хурцилавы О.Г., Плужни­кова Н.Н., Накатиса Я.А. СПб: Изд-во СЗГМУ им. И.И. Меч­никова; 2012; 338 с.
4. Andreyev A.Y., Kushnareva Y.E., Starkov A.A. Mitochondrial metabolism of reactive oxygen species. Biochemistry 2005; 70(2): 200–214, https://doi.org/10.1007/s10541-005-0102-7.
5. Korshunova G.A., Shishkina A.V., Skulachev M.V. Design, synthesis, and some aspects of the biological activity of mitochondria-targeted antioxidants. Biochemistry 2017; 82(7): 760–777, https://doi.org/10.1134/s0006297917070021.
6. Georgieva E., Ivanova D., Zhelev Z., Bakalova R., Gulubova M., Aoki I. Mitochondrial dysfunction and redox imbalance as a diagnostic marker of “free radical diseases”. Anticancer Res 2017; 37(10): 5373–5381, https://doi.org/10.21873/anticanres.11963.
7. Hoekstra A.S., Bayley J.P. The role of complex II in disease. Biochim Biophys Acta 2013; 1827(5): 543–551, https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2012.11.005.
8. Воробьев А.В., Перетягин С.П., Размахов А.М., Мартусевич А.К., Вазина И.Р., Квицинская Н.А., Лузан А.С., Стручков А.А. Способ моделирования комбинированной ожоговой травмы. Патент РФ 2408081. 2010.
9. Mihara M., Uchiyama M., Fukuzawa K. Thiobarbituric acid value on fresh homogenate of rat as a parameter of lipid peroxidation in aging, CCl4 intoxication, and vitamin E deficiency. Biochem Med 1980; 23(3): 302–311, https://doi.org/10.1016/0006-2944(80)90040-x.
10. Сибгатуллина Г.В., Хаертдинова Л.Р., Гумерова Е.А., Акулов А.Н., Костюкова Ю.А., Никонорова Н.А., Румян­цева Н.И. Методы определения редокс-статуса куль­ти­вируемых клеток растений. Казань: Казанский (Приволж­ский) Федеральный университет; 2011.
11. Sirota T.V., Zakharchenko M.V., Kondrashova M.N. Cytoplasmic superoxide dismutase activity is a sensitive indicator of the antioxidant status of the rat liver and brain. Biochem Moscow Suppl Ser B 2013; 7(1): 79–83, https://doi.org/10.1134/s1990750813010101.
12. Cooper T.G., Beevers H. Mitochondria and glyoxysomes from castor bean endosperm enzyme constitutents and catalytic capacity. J Biol Chem 1969; 244(13): 3507–3513.
13. Schwitzguebel J.-P., Siegenthaler P.-A. Purification of peroxisomes and mitochondria from spinach leaf by percoll gradient centrifugation. Plant Physiol 1984; 75(3): 670–674, https://doi.org/10.1104/pp.75.3.670.
14. Waterborg J.H., Matthews H.R. The Lowry method for protein quantitation. Methods Mol Biol 1994; 32: 1–4, https://doi.org/10.1385/0-89603-268-X:1.
15. Кантюков C.A., Кривохижина Л.В., Фархутдинов P.P. Состояние процессов свободно-радикального окисления при термической травме разной степени тяжести. Вестник Южно-Уральского государственного университета 2010; 24: 117–124.
16. Lazarenko V.A., Lyashev Y.D., Shevchenko N.I. Effect of a synthetic indolicidin analogue on lipid peroxidation in thermal burns. Bull Exp Biol Med 2014; 157(4): 447–449, https://doi.org/10.1007/s10517-014-2587-9.
17. Шаповалов С.Г. Комбустиология чрезвычайных си­ту­а­ций. Под ред. Алексанина С.С., Алексеева А.А. СПб: Политехникасервис; 2014.
18. Zheng J., Huang Y.S., Huang X.Y., Fan P.J., He W.F., Zhang X.R. Effects of antisense p38 α mitogen-activated protein kinase on myocardial cells exposed to hypoxia and burn serum. Zhonghua Shao Shang Za Zhi 2013; 29(3): 267–271.
19. Powell C.S., Jackson R.M. Mitochondrial complex I, aconitase, and succinate dehydrogenase during hypoxia-reoxygenation: modulation of enzyme activities by MnSOD. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol 2003; 285(1): L189–L198, https://doi.org/10.1152/ajplung.00253.2002.
20. Hwang C.-S., Baek Y.-U., Yim H.-S., Kang S.-O. Protective roles of mitochondrial manganese-containing superoxide dismutase against various stresses in Candida albicans. Yeast 2003; 20(11): 929–941, https://doi.org/10.1002/yea.1004.
21. Yang S., Tan T.M.C., Wee A., Leow C.K. Mitochondrial respiratory function and antioxidant capacity in normal and cirrhotic livers following partial hepatectomy. Cell Mol Life Sci 2004; 61(2): 220–229, https://doi.org/10.1007/s00018-003-3357-4.

Soloveva A.G., Kulakova K.V., Orlinskaya N.Yu., Galova E.A. The Study of Biochemical Parameters of Liver Mitochondria as Markers of Hypoxia in Burn Regeneration after Experimental Thermal Injury. Sovremennye tehnologii v medicine 2018; 10(1): 81, https://doi.org/10.17691/stm2018.10.1.10