Том 18, номер 3 (2026)

Оценка биосовместимых свойств гибридного материала на основе эпоксиобработанного перикарда и криогеля поливинилового спирта в крысиной модели сосудистой и подкожной имплантации

Е.А. Овчаренко, Т.В. Глушкова, Е.А. Сенокосова, К.Ю. Клышников, Т.Н. Акентьева, А.А. Клюева, А.В. Миронов, А.Е. Костюнин

---

2026, Том 18, номер 3, стр. 25 Назад

Введение

Ежегодно в мире имплантируют до 400 тыс. заменителей клапанов сердца, из которых около 80% приходится на ксеногенные биологические протезы [1]. Число выполняемых операций протезирования клапанов неуклонно растет и в соответствии с прогнозами экспертов к середине текущего века может достигнуть 850 тыс. в год [1, 2]. Важно отметить, что долговечность биопротезов ограничена: уже через 15 лет после имплантации до 30% этих изделий требуют замены [3, 4]. Основной причиной несостоятельности биопротезов выступает структурная клапанная дегенерация (СКД) — постепенный и необратимый процесс накопления дегенеративных изменений (разрывов и кальцификации биоткани) в створчатом аппарате [5]. Таким образом, ввиду лимитированного срока службы растущее использование биопротезов в мировой кардиохирургической практике неизбежно приведет к тому, что все больше пациентов будут сталкиваться с протезными дисфункциями. Поскольку не разработано эффективных методов замедления темпов или предотвращения СКД, проблема ограниченной долговечности биопротезов до сих пор остается актуальной [6, 7].

Одним из перспективных направлений в поиске подхода к защите биопротезов от СКД выступает обработка биологической ткани растворами полимеров (например, полиэтиленгликолем или поливиниловым спиртом — ПВС), пригодными для формирования био­совместимых гелей [8, 9]. При взаимодействии био­ткани с полимером образуется гибридный материал, состоящий из биологического и синтетического компонентов. При этом коллагеновые волокна выступают в качестве армирующей матрицы гибридного материала, тогда как обволакивающий их гель препятствует имбибиции в полученный материал молекул, циркулирующих в крови реципиента, а также инвазии клеточных элементов иммунной системы [8–11].

Ранее нашей группой была описана оригинальная модификация эпоксиобработанного перикарда крупного рогатого скота, основанная на его обработке водным раствором ПВС с последующим этапом криоструктурирования [9]. Эта технология позволила повысить устойчивость биоматериала к кальцификации и протеолизу в экспериментах in vitro, не ухудшая его механические и гемосовместимые свойства [9, 11]. Образцы данного гибридного материала также обладали высокой устойчивостью к адгезии лейкоцитов при моделировании условий пульсирующего кровотока в системе Ibidi Pump System Quad (Ibidi GmbH, Германия) с использованием специальных камер [10].

Настоящее исследование является продолжением работы по оценке безопасности и эффективности разработанного гибридного материала.

Цель исследования — оценить биосовместимость гибридного материала на основе эпокси­обработанного перикарда крупного рогатого скота и криоструктурированного ПВС, имплантированного крысам в стенку аорты и подкожно.

Материалы и методы

Исследуемый биоматериал. В качестве материала для исследования были использованы фрагменты ксеноперикардиальных лоскутов «КемПерипласНео» (KPi7080M; ЗАО «НеоКор», Россия), модифицированных криоструктурированным ПВС по оригинальной методике. Для этого использовали 15% раствор ПВС (341584; Sigma-Aldrich, США), который получали путем растворения указанного полимера в деионизированной воде при 95–100°С и при постоянном перемешивании. Лоскуты ксеноперикарда на 24 ч погружали в приготовленный раствор, охлажденный до комнатной температуры. Далее их извлекали из раствора и размещали между двумя стеклами, зазор между которыми фиксировали металлическими пластинами заданной толщины. После этого образцы подвергали 3 циклам криоструктурирования, состоящим из последовательных шагов: сначала образцы выдерживали 24 ч при −40°С, затем 12 ч при −2°С и +8°С. По завершении указанных процедур модифицированные лоскуты в течение суток отмывали от несвязанного ПВС в деионизированной воде при комнатной температуре с двукратной заменой.

Группой контроля в экспериментах выступали неизмененные перикардиальные лоскуты «КемПерипласНео» (KPi7080M; ЗАО «НеоКор», Россия).

Лабораторные животные и методики имплантации. Все эксперименты проводили на крысах-самцах линии Wistar. Животным массой 50–60 г тестируемый материал имплантировали подкожно; массой 350–400 г — в брюшной отдел аорты. Хирургические манипуляции осуществляли под ингаляционным наркозом на смеси изофлурана и кислорода с использованием системы для анестезии мелких лабораторных животных EZ-7000 Classic System (EZ Systems, США) в условиях стерильной операционной. Перед операцией каждому животному в зависимости от типа вмешательства выбривали шерстяной покров на спине или брюхе, область имплантации обрабатывали кожным антисептиком.

При выполнении подкожных имплантаций животным делали по два разреза длиной 0,5 см на спине справа и слева вдоль позвоночника. Из этих разрезов формировали подкожные карманы, куда помещали образцы тестируемых материалов размером 0,6×0,6 см. Каждому животному имплантировали по два образца — экспериментальный и контрольный (в каждой группе материалов один образец брали для гистологического анализа, один — для количественного определения кальцификации). Разрезы зашивали нерассасывающимся полиэфирным шовным материалом «Лавсан 3/0» («Линтекс», Россия). Сроки имплантации составили 60 и 120 дней (по 6 животных на каждую временную точку).

При имплантации в аорту делали разрез по средней линии живота и осуществляли доступ к брюшному отделу аорты. Затем выполняли продольное рассечение стенки аорты и вшивали лоскут тестируемого материала (экспериментального или контрольного) размером 2×5 мм (по одному образцу на крысу) таким образом, чтобы он формировал переднюю стенку сосуда. По завершении операций животным послойно ушивали брюшную стенку и кожу нерассасывающимся шовным материалом «Лавсан 4/0» («Линтекс», Россия). Срок имплантации составил 5 и 20 дней (по 5 животных на каждый тестируемый материал в каждой временной точке).

При проведении вышеописанных экспериментов крысы не получали какой-либо медикаментозной терапии. По окончании экспериментов животных подвергали эвтаназии углекислым газом, а лоскуты материалов иссекали совместно с прилежащими тканями для дальнейшего анализа.

Гистологическое и иммуногистохимическое окрашивание. Удаленные у крыс образцы тестируемых материалов с окружающими тканями (полученные как при подкожных имплантациях, так и при имплантациях в аорту) промывали в 0,9% растворе NaCl и фиксировали в среде для быстрого замораживания тканей Neg-50 (6502; Thermo Fisher Scientific, США), далее помещая их в жидкий азот. Затем с помощью микротом-криостата HM525 (Thermo Fisher Scientific, США) образцы нарезали при −25°С. Готовые гистологические срезы толщиной 6 мкм помещали на предметные стекла.

Структурные изменения исследуемых материалов и их интеграцию с окружающими тканями оценивали с помощью наборов для пентахромного окрашивания по Расселу–Мовату (ab245884; Abcam, Великобритания) и окрашивания ализариновым красным (ab142980; Abcam, Великобритания). Гистологические окраски выполняли по протоколам фирмы-изготовителя. Окрашенные срезы заключали под покровное стекло монтирующей средой «Витрогель» (HM-VI-A250; BioVitrum, Россия).

Интенсивность воспалительной реакции на имплантацию образцов изучали с помощью иммуногистохимического окрашивания подготовленных срезов антителами к миелопероксидазе нейтрофилов (MPO) (ab208670; Abcam, Великобритания) и антигену макрофагов CD68 (ab125212; Abcam, Великобритания). Перед окрашиванием срезы в течение 10 мин фиксировали при комнатной температуре в 4% параформальдегиде с последующей отмывкой (3 раза по 5 мин) в фосфатно-солевом буфере (pH=7,4) на шейкере. Иммуногистохимическую реакцию выполняли с помощью набора NovoLink Polimer DS (RE7150-CE; Leica Biosystems, США) по протоколу фирмы-производителя. Антитела к MPO и CD68 разводили в 1% солевом растворе бычьего сывороточного альбумина в соотношении 1:1000. Инкубацию срезов с антителами выполняли в закрытом коробе при 4°С в течение 18 ч. Окрашенные срезы заключали под покровное стекло с помощью монтирующей среды «Витрогель». Отрицательным контро­лем выступали срезы, окрашиваемые без добавления антител к MPO и CD68.

Сканирование окрашенных гистологических срезов осуществляли на автоматизированном лабораторном биологическом микроскопе MT5300L (Meiji Techno, Япония). Обработку гистологических слайдов и подготовку изображений производили в программе QuPath v. 0.6.0.

Оценка биосовместимости эксплантированных образцов. Измерение толщины тромботических масс и неоинтимы, сформированных на поверхности имплантированных в брюшной отдел аорты образцов, через 5 и 20 дней соответственно, а также анализ плотности лейкоцитарной инвазии в периимплантационном пространстве осуществляли в программе QuPath v. 0.6.0 [12]. При этом толщину тромботического материала или неоинтимы для каждого вида материала оценивали на 10 случайно выбранных гистологических срезах (находя среднее значение по 10 измерениям для каждого среза). Клетки, окрашенные антителами к MPO или CD68, подсчитывали на 5 срезах, случайно отобранных для каждого вида материала в каждой временной точке (по 1 срезу от каждого экспериментального животного). Подсчет лейкоцитов на срезе выполняли в 5 полях зрения размером 200×200 мкм, прилегающих к имплантированному образцу.

Определение содержания кальция в образцах. Количественное содержание кальция в тестируемых материалах после подкожной имплантации определяли спектрофотометрическим методом. Для этого образцы отделяли от прилежащих тканей и промывали в 0,9% растворе NaCl. Затем их лиофилизировали в лиофильной сушилке FreeZone 2.5 Plus (Labconco, США) в течение суток и измеряли массу. После этого образцы подвергали гидролизу в 0,5 мл 65% хлорной кислоты при 160–180°С на песчаной бане LH-402 (Loip, Россия) до полного растворения. Объем смеси доводили до 5 мл стерильной водой для инъекций. Количество кальция в растворе определяли на спектрофотометре Multiskan Sky (Thermo Fisher Scientific, США) при длине волны 575 нм с использованием коммерческого набора Calcium Assay Kit (ab102505; Abcam, Великобритания) согласно инструкции производителя.

Статистический анализ. Статистическую обработку результатов выполняли в программе GraphPad Prism 8 (GraphPad Software, США). Ввиду ограниченного размера выборок в исследовании были использованы методы непараметрической статистики. Межгрупповое сравнение проводили c применением U-критерия Манна–Уитни. Различия считали статистически значимыми при р<0,05. Количественные данные представляли в виде медианы, процентилей, минимальных и максимальных значений (Me [25%–75%; min–max]).

Соблюдение этических принципов. При выполнении экспериментальных исследований с участием лабораторных животных руководствовались принципами Европейской конвенции по защите позвоночных животных, используемых для экспериментальных и других научных целей (Страсбург, 1986). Проведение экспериментов на животных было одобрено локальным этическим комитетом Научно-исследовательского института комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний (Кемерово) (протокол №11, дата утверждения 13.10.2025).

Результаты

При изучении образцов тестируемых материалов (гибридного материала на основе эпоксиобработанного бычьего перикарда и криострук­турированного ПВС, а также контрольного эпоксиобработанного ксеноперикарда), имплантированных в брюшной отдел аорты крысы, нами отмечена сходная реакция окружающих тканей. В частности, через 5 дней после имплантации на обращенной в просвет сосуда поверхности у образцов из обеих групп выявлены рыхлые отложения фибрина, в составе которых присутствовали скопления ядросодержащих клеток (рис. 1). Через 20 дней поверх фрагментов тестируемых материалов сформировался тонкий слой неоинтимы, состоящий из рыхло упакованных коллагеновых волокон с включением фибрина и мукополисахаридов, а также клеток соединительной ткани с веретено­образными ядрами (см. рис. 1).

Рис. 1. Гистологические изображения образцов контрольного эпоксиобработанного бычьего перикарда (БП) и гибридного материала на основе эпоксиобработанного бычьего перикарда и криоструктурированного поливинилового спирта (БП-ПВС), имплантированных в брюшной отдел аорты крысы (пентахромное окрашивание по Расселу–Мовату). После 5 и 20 дней имплантации на поверхности обоих материалов присутствовали тромботические массы и неоинтима соответственно. Красное окрашивание указывает на фибрин, желтое — на коллаген, черное — на эластические волокна, темно-зеленое — на мукополисахариды, бордовое — на ядра клеток. На представленных фотографиях красной звездочкой отмечен образец, синей — просвет сосуда. Ув. 100 и 400 для обзорных и выносных изображений соответственно

Полуколичественный анализ продемонстрировал тенденцию к менее выраженному формированию тромботических масс на модифицированном ПВС ксеноперикарде, нежели на контрольном (рис. 2, а). Толщина тромбов в первом случае составила 49,1 [34,7–64,6; 27,4–71,6] мкм, во втором — 170,3 [158,1–210,3; 124,4–217,0] мкм (p<0,001). В то же время толщина неоинтимы не различалась между исследуемыми группами, достигая 168,1 [133,1–181,6; 34,8–196,4] мкм и 176,8 [150,4–244,1; 128,1–337,0] мкм (p=0,58) при формировании на поверхности гибридного материала и перикарда соответственно (рис. 2, б).

Рис. 2. Полуколичественная оценка толщины тромботических масс (а) и неоинтимы (б), сформированных на поверхности тестируемых материалов, имплантированных в брюшной отдел аорты крысы. БП — контрольный эпоксиобработанный бычий перикард; БП-ПВС — гибридный материал на основе эпоксиобработанного бычьего перикарда и криоструктурированного поливинилового спирта

Нужно отметить, что на временных отрезках в 5 и 20 дней тестируемые материалы сохраняли исходную структуру, практически не демонстрируя признаков разрушения коллагеновых волокон. Однако через 20 дней в толще контрольного ксеноперикарда обнаружены клеточные инфильтраты, отсутствующие в образцах гибридного материала.

Иммуногистохимическое окрашивание срезов показало скопление в периимплантационной зоне исследуемых образцов нейтрофилов (MPO+) и макрофагов (CD68⁺). Нейтрофилы изобиловали в составе тромботического материала, сформированного на поверхности тестируемых образцов при 5-дневной имплантации, но практически отсутствовали в неоинтиме на 20-й день эксперимента (рис. 3). Наиболее крупные скопления нейтрофилов отмечены вблизи края образцов по линии шва как через 5, так и через 20 дней после имплантации.

Рис. 3. Примеры образцов контрольного эпоксиобработанного бычьего перикарда (БП) и гибридного материала на основе эпоксиобработанного бычьего перикарда и криоструктурированного поливинилового спирта (БП-ПВС), имплантированных в брюшной отдел аорты крысы (иммуногистохимическое окрашивание антителами к миелопероксидазе нейтрофилов). Красной звездочкой отмечен образец, синей — просвет сосуда, положительный сигнал имеет коричневое окрашивание. Ув. 100 и 400 для обзорных и выносных изображений соответственно

Локализация макрофагов на 5-й день имплантации характеризовалась выраженной разрозненностью в обеих группах исследуемых материалов: единичные клетки и их небольшие скопления достаточно равномерно встречались по всей периимплантационной зоне, а также единично присутствовали в составе тромботических масс (рис. 4). На 20-й день эксперимента отмечено, что макрофаги концентрировались преимущественно на границе между имплантированным образцом и окружающими тканями, причем они практически отсутствовали в составе нео­интимы (см. рис. 4). Помимо прочего, мы наблюдали проникновение макрофагов в толщу контрольного перикарда, что сопровождалось началом фрагментации и расслоения коллагеновых волокон в образцах. Внутри фрагментов гибридного материала признаков макрофагальной инвазии не выявлено.

Рис. 4. Изображения образцов контрольного эпоксиобработанного бычьего перикарда (БП) и гибридного материала на основе эпоксиобработанного бычьего перикарда и криоструктурированного поливинилового спирта (БП-ПВС), имплантированных в брюшной отдел аорты крысы (иммуногистохимическое окрашивание антителами к антигену макрофагов CD68). Красной звездочкой отмечен образец, синей — просвет сосуда, положительный сигнал имеет коричневое окрашивание. Ув. 100 и 400 для обзорных и выносных изображений соответственно

Чтобы лучше охарактеризовать воспалительную реакцию, которая развивается при имплантации крысам фрагментов эпоксиобработанного перикарда и его модифицированного варианта в стенку аорты, была выполнена полуколичественная оценка клеточной инфильтрации. Данные анализа показали, что количество нейтрофилов в периимплантационном пространстве контрольных и экспериментальных образцов не различалось как через 5 дней (52 [32–77; 12–101] против 49 [20–70; 7–92] MPO⁺ клеток в поле зрения соответственно; p=0,50), так и через 20 дней (45 [15–105; 2–243] против 77 [33–133; 14–202] MPO⁺ клеток в поле зрения соответственно; p=0,17) (рис. 5, а, б). В свою очередь число макрофагов на 5-й день эксперимента было одинаковым для обеих групп (73 [44–90; 25–149] CD68⁺ клеток в поле зрения для фрагментов перикарда и 68 [55–89; 29–161] — для образцов гибридного материала; p=0,94), однако после 20 дней контрольные образцы продемонстрировали более выраженную инфильтрацию, нежели экспериментальные (301 [244–338; 194–433] против 219 [187–275; 112–362] CD68⁺ клеток в поле зрения соответственно; p<0,001) (рис. 5, в, г).

Рис. 5. Полуколичественная оценка клеточной инфильтрации в периимплантационном пространстве тестируемых материалов при их имплантации в брюшной отдел аорты крысы: а и б — подсчет нейтрофилов через 5 и 20 дней имплантации соответственно; в и г — подсчет макрофагов через 5 и 20 дней имплантации соответственно. БП — контрольный эпоксиобработанный бычий перикард; БП-ПВС — гибридный материал на основе эпоксиобработанного бычьего перикарда и криоструктурированного поливинилового спирта

Для выявления склонности тестируемых материалов к кальцификации их фрагменты были имплантированы крысам подкожно. Независимо от сроков имплантации (60 или 120 дней) посредством гистологического метода кальцификаты в обеих группах не были обнаружены (рис. 6). Количественная оценка также показала незначительное содержание кальция в обеих исследованных группах материалов и на обоих сроках имплантации без статистически значимых различий между ними: 2,81 [2,25–3,47; 1,79–3,55] против 3,65 [2,91–5,99; 2,67–6,25] мг кальция/г сухой ткани через 60 дней (p=0,13), а также 3,13 [2,82–4,68; 2,26–5,13] против 4,11 [2,47–5,41; 2,25–6,32] мг кальция/г сухой ткани через 120 дней (p=0,82) для контрольного ксеноперикарда и гибридного материала соответственно (рис. 7).

Рис. 6. Изображения образцов контрольного эпоксиобработанного бычьего перикарда (БП) и гибридного материала на основе эпоксиобработанного бычьего перикарда и криоструктурированного поливинилового спирта (БП-ПВС), имплантированных крысе подкожно (окрашивание ализариновым красным С). Кальцификаты во всех образцах на обоих сроках имплантации отсутствуют. Ув. 100

Рис. 7. Количественная оценка содержания кальция в тестируемых материалах, имплантированных крысе подкожно, через 60 (а) и 120 дней (б). БП — контрольный эпоксиобработанный бычий перикард; БП-ПВС — гибридный материал на основе эпоксиобработанного бычьего перикарда и криоструктурированного поливинилового спирта

Следует отметить, что при гистологическом анализе образцы контрольного материала, удаленные после подкожной имплантации, демонстрировали признаки фрагментации и разрыхления коллагеновых волокон (рис. 8). Кроме того, граница между эпоксиобработанным перикардом и окружающей образец капсулой из соединительной ткани была слабо различима. Макроскопически контрольные фрагменты выглядели утолщенными, причем описываемая картина наблюдалась и после 60, и после 120 дней имплантации. Окрашивание срезов антителами к CD68 показало, что наблюдаемые повреждения в структуре коллагена вызваны агрессивной макрофагальной инвазией во внеклеточный матрикс образцов. В то же время фрагменты гибридного материала сохранили неповрежденную внутреннюю структуру и могли быть легко дифференцированы от окружающих тканей. Макрофагальные инфильтраты располагались на периферии имплантатов и не проникали в толщу материала (см. рис. 8).

Рис. 8. Изображения образцов контрольного эпоксиобработанного бычьего перикарда (БП) и гибридного материала на основе эпоксиобработанного бычьего перикарда и криоструктурированного поливинилового спирта (БП-ПВС), имплантированных крысе подкожно (иммуногистохимическое окрашивание антителами к антигену макрофагов CD68). В толще контрольных образцов наблюдается интенсивный положительный сигнал (коричневое окрашивание), а в гибридном материале — отсутствие макрофагальной инвазии. Ув. 100

Обсуждение

Кальцификацию и клеточно-опосредованное воспаление в створках биопротезов относят к числу основных причин СКД, однако в настоящее время не разработано полноценной защиты от этих процессов [13–15]. Предложенный нашей группой метод, который основан на пропитывании перикарда крупного рогатого скота раствором ПВС с последующей крио­обработкой, позволяет получить гибридный материал, продемонстрировавший многообещающие результаты в испытаниях in vitro [9–11]. В частности, гибридный материал накапливал в 3 раза меньше кальция при 6-недельной инкубации в кальцинирующем растворе по сравнению с коммерческим ксеноперикардом, а также успешно противостоял разрушению коллагеновых волокон при 24-часовой обработке бактериальной коллагеназой [9, 11]. Помимо прочего, защитный слой ПВС на поверхности модифицированного биоматериала препятствовал адгезии тромбоцитов и лейкоцитов при моделировании кровотока in vitro [9, 10].

Данные настоящего исследования хорошо согласуются с ранее полученными результатами [9–11]. Так, при имплантации в брюшной отдел аорты крысы гибридный материал демонстрировал меньшую склонность к формированию тромботических масс на поверхности, чем ксеноперикард в группе контроля. По всей видимости, это обусловлено антиадгезионными свойствами криогеля ПВС в составе гибридного материала [10].

Указанный аспект представляет особый интерес в контексте защиты от СКД. Хотя реципиенты биопротезов редко страдают от симптоматического тромбоза имплантата (развивается у 1–2% прооперированных пациентов), субклиническое формирование тромбов на поверхности створчатого аппарата наблюдается более часто (встречается примерно у 10–15% клапанов) [16]. Причем бессимптомный тромбоз может возникнуть даже через несколько лет после имплантации биопротезов, что имеет важное патогенетическое значение для развития СКД [14]. В частности, тромботические массы могут способствовать уменьшению подвижности створок и росту механического напряжения в биоматериале [17]. Кроме того, отложения фибрина облегчают адгезию к створкам биопротезов лейкоцитов и бактериальных агентов, циркулирующих в кровотоке при транзиторных бактериемиях [14, 18]. В дальнейшем это приводит к активации воспаления в тканях биопротезов, а в отдельных случаях — к инфицированию клапана и развитию протезного эндокардита [14, 18]. Исходя из сказанного, разумно предположить, что изготовление биопротезов из разработанного гибридного материала может снизить риск тромботических и инфекционных осложнений при протезировании клапанов сердца.

На крысиной модели имплантации в аорту нами показано, что предложенная модификация перикарда криоструктурированным ПВС улучшает биосовместимые свойства материала. Об этом свидетельствует меньшая плотность макрофагов в периимплантационной зоне гибридных образцов по сравнению с контрольными фрагментами через 20 дней после их имплантации. Кроме того, отсутствие различий в толщине и структуре неоинтимы, сформированной на поверхности образцов, косвенно указывает на то, что оба типа материала имеют сопоставимые цитотоксические свойства. Причина сниженного воспалительного ответа на гибридный материал, вероятнее всего, заключается в том, что криогель ПВС экранирует иммунореактивные бычьи антигены в составе коллагеновых волокон [14].

Интересно, что накопление кальция в образцах экспериментального и контрольного материалов при их подкожной имплантации крысам было незначительным с отсутствием достоверных различий. Согласно литературным данным, эпоксиобработанный ксеноперикард изначально почти не подвержен кальцификации при тестировании в крысиной модели [19]. Видимо, по этой причине нам не удалось продемонстрировать преимущества гибрида: оба материала (экспериментальный и контрольный) оказались резистентны к минерализации. Впрочем, такое преимущество показано нами ранее при моделировании кальцификации in vitro [9]. В целом есть основание говорить о том, что модификация ксеноперикарда криоструктурированным ПВС как минимум не увеличивает склонность биоматериала к кальцификации in vivo.

Следует отметить, что в обеих моделях имплантации (в стенку сосуда и подкожно) мы не наблюдали признаков разрушения образцов гибридного материала, тогда как фрагменты контрольного ксеноперикарда были подвержены инфильтрации иммунными клетками, сопровождавшейся фрагментацией коллагеновых волокон. Известно, что лейкоциты производят широкий спектр матрикс-деградирующих факторов (кислородных радикалов и протеаз), способствуя постепенной деградации как биологических, так и полимерных материалов [14]. Криогель ПВС выступает в качестве барьера для иммунных клеток и выделяемых ими веществ, позволяя сохранить исходную структуру биологического компонента гибрида. Учитывая, что ПВС обеспечивает резистентность к клеточно-опосредованному разрушению даже при нахождении образцов внутри соединительной ткани крысы (где иммунные клетки могут беспрепятственно контактировать с тестируемым материалом), полимерного покрытия должно быть достаточно для полной защиты биопротезов от лейкоцитарной инвазии в условиях кровотока.

Заключение

Гибридный материал на основе эпоксиобработанного перикарда крупного рогатого скота и крио­структурированного ПВС демонстрирует лучшие показатели биосовместимости в крысиной модели имплантации в стенку сосуда по сравнению с немодифицированным эпоксиобработанным бычьим перикардом, успешно используемым в клинической практике. В частности, контакт крови с экспериментальным материалом провоцирует менее выраженное образование тромботических масс на его поверхности, а в периимплантационном пространстве тестируемых образцов наблюдается меньшая активность макрофагов.

Основываясь на всем вышесказанном, следует заключить, что разработанный нами подход на основе гибридизации криогеля ПВС и ксеноперикарда является одним из возможных решений проблемы СКД. Введение в состав биоматериала полимерного компонента потенциально может защитить коллагеновые волокна от разрушения молекулярными и клеточными факторами реципиента. Для подтверждения этого вывода требуются полноценные доклинические испытания в модели ортотопической имплантации биопротезов крупным лабораторным животным.

Финансирование. Работа выполнена при финансовой поддержке гранта Российского научного фонда (№24-75-10048).

Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.