Значение полиморфизма генов фермента 2',5'-олигоаденилатсинтетазы в прогнозе ВИЧ-инфекции

Л.Б. Бахтеева, С.Ф. Хайбуллина, В.К. Ломбарди, В.А. Анохин, А.А. Ризванов, С.В. Бойчук, Ф.И. Нагимова

Ключевые слова: ВИЧ-инфекция; полиморфизмы генов; 2',5'-олигоаденилатсинтетаза; 2',5'-OAS; OAS.

2016, том 8, номер 1, стр. 99.

DOI: https://doi.org/10.17691/stm2016.8.1.13

Полный текст статьи

html pdf

3112

1893

Аннотация
Список литературы
Как цитировать в References

Цель исследования — оценить прогностическое значение полиморфизма генов, кодирующих синтез фермента 2',5'-олигоаденилатсинтетазы (OAS), при ВИЧ-инфекции.

Материалы и методы. Проводили секвенирование ДНК 94 ВИЧ-инфицированных пациентов с помощью метода мультиплексной полимеразной цепной реакции. Для молекулярно-генетического анализа использовали образцы ДНК испытуемых, выделенные из соскоба эпителиальных клеток ротовой полости. Изучали гены, индуцируемые интерфероном, а именно ферментом OAS. Проведено исследование «случай–контроль». В зависимости от темпов снижения CD4-лимфоцитов больные были поделены на две группы: с типичным и медленным прогрессированием заболевания. Определяли частоты мутантных аллелей и генотипов в разных группах прогрессирования и оценивали ассоциации генотипов с разными исходами.

Результаты. Обнаружены олигонуклеотидные полиморфизмы генов разных форм фермента OAS: OAS2 rs2072137 (chr12:113440921) и OAS3 rs1859330 (chr12:113376388). Частота мутантного аллеля C полиморфизма OAS2 rs2072137 оказалась значимо выше в группе с типичным прогрессированием заболевания (p=0,03). Частота мутантного аллеля А полиморфизма OAS3 rs1859330 в группах значимо не различалась. В группе с мутантными генотипами ТС и СС полиморфизма OAS2 rs2072137 частота типичного прогрессирования заболевания значительно выше, чем в группе с основным («диким») генотипом ТТ (p=0,0125). В результате логистической регрессии выявлено, что типичное прогрессирование ВИЧ-инфекции у людей статистически значимо ассоциировано с полиморфизмом OAS2 rs2072137 и возрастом.

Заключение. Полиморфизм OAS2 rs2072137 ассоциирован с типичным прогрессированием ВИЧ-инфекции и, возможно, является новым генетическим прогностическим маркером течения заболевания.

Samuel C.E. Antiviral actions of interferons. Clin Microbiol Rev 2001; 14(4): 778–809, http://dx.doi.org/10.1128/CMR.14.4.778-809.2001.
Honda K., Takaoka A., Taniguchi T. Type I interferon gene induction by the interferon regulatory factor family of transcription factors. Immunity 2006; 25(3): 349–360, http://dx.doi.org/10.1016/j.immuni.2006.08.009.
Lombardi V.C., Khaiboullina S.F. Plasmacytoid dendritic cells of the gut: relevance to immunity and pathology. Clin Immunol 2014; 153(1): 165–177, http://dx.doi.org/10.1016/j.clim.2014.04.007.
Sivro A., Su R., Plummer F., Ball T.B. Interferon responses in HIV infection: from protection to disease. AIDS Rev 2014; 16(1): 43–51.
Sheppard P., Kindsvogel W., Xu W., Henderson K., Schlutsmeyer S., Whitmore T.E., Kuestner R., Garrigues U., Birks C., Roraback J., Ostrander C., Dong D., Shin J., Presnell S., Fox B., Haldeman B., Cooper E., Taft D., Gilbert T., Grant F.J., Tackett M., Krivan W., McKnight G., Clegg C., Foster D., Klucher K.M. IL-28, IL-29 and their class II cytokine receptor IL-28R. Nat Immunol 2002; 4(1): 63–68, http://dx.doi.org/10.1038/ni873.
González-Navajas J., Lee J., David M., Raz E. Immunomodulatory functions of type I interferons. Nat Rev Immunol 2012; 12(2): 125–135, http://dx.doi.org/10.1038/nri3133.
Bonnevie-Nielsen V., Field L.L., Lu S., Zheng D.J., Li M., Martensen P.M., Nielsen T.B., Beck-Nielsen H., Lau Y.L., Pociot F. Variation in antiviral 2’,5’-oligoadenylate synthetase (2’5’AS) enzyme activity is controlled by a single-nucleotide polymorphism at a splice-acceptor site in the OAS1 gene. Am J Hum Genet 2005; 76(4): 623–633, http://dx.doi.org/10.1086/429391.
Hornung V., Hartmann R., Ablasser A., Hopfner K.P. OAS proteins and cGAS: unifying concepts in sensing and responding to cytosolic nucleic acids. Nat Rev Immunol 2014; 14(8): 521–528, http://dx.doi.org/10.1038/nri3719.
Knapp S., Yee L.J., Frodsham A.J., Hennig B.J., Hellier S., Zhang L., Wright M., Chiaramonte M., Graves M., Thomas H.C., Hill A.V., Thursz M.R. Polymorphisms in interferon-induced genes and the outcome of hepatitis C virus infection: roles of MxA, OAS-1 and PKR. Genes Immun 2003; 4(6): 411–419, http://dx.doi.org/10.1038/sj.gene.6363984.
Imran M., Manzoor S., Khattak N.M., Tariq M., Khalid M., Javed F., Bhatti S. Correlation of OAS1 gene polymorphism at exon 7 splice accepter site with interferon-based therapy of HCV infection in Pakistan. Viral Immunol 2014; 27(3): 105–111, http://dx.doi.org/10.1089/vim.2013.0107.
Alagarasu K., Honap T., Damle I.M., Mulay A.P., Shah P.S., Cecilia D. Polymorphisms in the oligoadenylate synthetase gene cluster and its association with clinical outcomes of dengue virus infection. Infect Genet Evol 2013; 14: 390–395, http://dx.doi.org/10.1016/j.meegid.2012.12.021.
Barkhash A.V., Perelygin A.A., Babenko V.N., Myasnikova N.G., Pilipenko P.I., Romaschenko A.G., Voevoda M.I., Brinton M.A. Variability in the 2’-5’-oligoadenylate synthetase gene cluster is associated with human predisposition to tick-borne encephalitis virus-induced disease. J Infect Dis 2010; 202(12): 1813–1818, http://dx.doi.org/10.1086/657418.
Lim J.K., Lisco A., McDermott D.H., Huynh L., Ward J.M., Johnson B., Johnson H., Pape J., Foster G.A., Krysztof D., Follmann D., Stramer S.L., Margolis L.B., Murphy P.M. Genetic variation in OAS1 is a risk factor for initial infection with West Nile virus in man. PLoS Pathog 2009; 5(2): e1000321, http://dx.doi.org/10.1371/journal.ppat.1000321.
Vendrame D., Sourisseau M., Perrin V., Schwartz O., Mammano F. Partial inhibition of human immunodeficiency virus replication by type I interferons: impact of cell-to-cell viral transfer. J Virol 2009; 83(20): 10527–10537, http://dx.doi.org/10.1128/JVI.01235-09.
Rojas-Araya B., Ohlmann T., Soto-Rifo R. Translational control of the HIV unspliced genomic RNA. Viruses 2015; 7(8): 4326–4351, http://dx.doi.org/10.3390/v7082822.
Dimitrova D.I., Reichenbach N.L., Yang X., Pfleiderer W., Charubala R., Gaughan J.P., Suh B., Henderson E.E., Suhadolnik R.J., Rogers T.J. Inhibition of HIV type 1 replication in CD4+ and CD14+ cells purified from HIV type 1-infected individuals by the 2-5A agonist immunomodulator, 2-5AN6B. AIDS Res Hum Retroviruses 2007; 23(1): 123–134, http://dx.doi.org/10.1089/aid.2005.0091.
Bisbal C., Silhol M., Laubenthal H., Kaluza T., Carnac G., Milligan L., Le Roy F., Salehzada T. The 2’-5’ oligoadenylate/RNase L/RNase L inhibitor pathway regulates both MyoD mRNA stability and muscle cell differentiation. Mol Cell Biol 2000; 20(14): 4959–4969, http://dx.doi.org/10.1128/mcb.20.14.4959-4969.2000.
Molinaro R.J., Jha B.K., Malathi K., Varambally S., Chinnaiyan A.M., Silverman R.H. Selection and cloning of poly(rC)-binding protein 2 and Raf kinase inhibitor protein RNA activators of 2’,5’-oligoadenylate synthetase from prostate cancer cells. Nucleic Acids Research 2006; 34(22): 6684–6695, http://dx.doi.org/10.1093/nar/gkl968.
Бартлетт Дж., Галлант Дж., Фам П. Клинические аспекты ВИЧ-инфекции. М: Р. Валент; 2012; 528 с.
Покровский В.В., Юрин О.Г., Кравченко А.В., Беляева В.В., Канестри В.Г., Афонина Л.Ю., Ермак Т.Н., Буравцова Е.В., Шахгильдян В.И., Козырина Н.В., Нарсия Р.С., Зимина В.Е., Покровская А.В., Конов Д.С., Конов В.В., Голиусова М.А., Ефремова О.С. Протоколы диспансерного наблюдения и лечения больных ВИЧ-инфекцией. Эпидемиология и инфекционные болезни 2012; S6: 1–28.
Langmead B., Salzberg S.L. Fast gapped-read alignment with Bowtie 2. Nat Methods 2012; 9(4): 357–359, http://dx.doi.org/10.1038/nmeth.1923.
Li H., Handsaker B., Wysoker A., Fennell T., Ruan J., Homer N., Marth G., Abecasis G., Durbin R.; 1000 Genome Project Data Processing Subgroup. The sequence alignment/map format and SAMtools. Bioinformatics 2009; 25(16): 2078–2079, http://dx.doi.org/10.1093/bioinformatics/btp352.
Reference SNP (refSNP) Cluster Report: rs2072137. URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/projects/SNP/snp_ref.cgi?rs=2072137.
Reference SNP (refSNP) Cluster Report: rs1859330. URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/projects/SNP/snp_ref.cgi?rs=1859330#map.
Mogensen T.H., Melchjorsen J., Larsen C.S., Paludan S.R. Innate immune recognition and activation during HIV infection. Retrovirology 2010; 7: 54, http://dx.doi.org/10.1186/1742-4690-7-54.
Sakuma R., Mael A.A., Ikeda Y. Alpha interferon enhances TRIM5α-mediated antiviral activities in human and rhesus monkey cells. J Virol 2007; 81(18): 10201–10206, http://dx.doi.org/10.1128/JVI.00419-07.
Piacentini L., Biasin M., Fenizia C., Clerici M. Genetic correlates of protection against HIV infection: the ally within. J Intern Med 2009; 265(1): 110–124, http://dx.doi.org/10.1111/j.1365-2796.2008.02041.x.
Chatterjee K. Host genetic factors in susceptibility to HIV-1 infection and progression to AIDS. J Genet 2010; 89(1): 109–116, http://dx.doi.org/10.1007/s12041-010-0003-4.
Migueles S.A., Sabbaghian M.S., Shupert W.L., Bettinotti M.P., Marincola F.M., Martino L., Hallahan C.W., Selig S.M., Schwartz D., Sullivan J., Connors M. HLA B*5701 is highly associated with restriction of virus replication in a subgroup of HIV-infected long term nonprogressors. Proc Natl Acad Sci USA 2000; 97(6): 2709–2714, http://dx.doi.org/10.1073/pnas.050567397.
Bartlett J.G. Factors affecting HIV progression. 2015. URL: http://www.uptodate.com/contents/factors-affecting-hiv-progression.
Langford S., Ananworanich J., Cooper D. Predictors of disease progression in HIV infection: a review. AIDS Res Ther 2007; 4: 11–25, http://dx.doi.org/10.1186/1742-6405-4-11.

Bakhteeva L.B., Khaibullina S.F., Lombardi V.K., Anokhin V.А., Rizvanov А.А., Boichuk S.V., Nagimova F.I. Significance of Polymorphism in 2’,5’-Oligoadenylate Synthetase Genes in HIV Infection. Sovremennye tehnologii v medicine 2016; 8(1): 99, https://doi.org/10.17691/stm2016.8.1.13