Многофотонная микроскопия в изучении морфологических особенностей радиационно-индуцированных повреждений мочевого пузыря

С.С. Кузнецов, В.В. Дуденкова, М.В. Кочуева, Е.Б. Киселева, Н.Ю. Игнатьева, О.Л. Захаркина, Е.А. Сергеева, К.В. Бабак, А.В. Масленникова

Ключевые слова: повреждения мочевого пузыря; ионизирующее излучение; многофотонная микроскопия; экстрацеллюлярный матрикс; коллаген.

2016, том 8, номер 2, стр. 31.

DOI: https://doi.org/10.17691/stm2016.8.2.04

Полный текст статьи

html pdf

3301

2217

Аннотация
Список литературы
Как цитировать в References

Цель исследования — оценить возможности многофотонной микроскопии (МФМ) для изучения динамики структурных изменений мочевого пузыря после однократного гамма-облучения в разных дозах (2, 10 и 40 Гр) в эксперименте.

Материалы и методы. Объектом исследования служили образцы мочевого пузыря крыс (9 групп по две крысы на каждые дозу и срок и две интактные крысы — всего 20 наблюдений) после однократного локального облучения в дозе 2, 10 или 40 Гр. Исследование проводили через 1 сут, 1 нед и 1 мес после радиационного воздействия. Часть гистологических препаратов мочевого пузыря окрашивали пикрофуксином по Ван-Гизону. Другую часть срезов, полученных с этих же блоков, без дополнительного окрашивания исследовали с помощью МФМ. С этой целью использовали лазерный сканирующий микроскоп LSM Axiovert 510 Meta (Carl Zeiss, Германия). Возбуждение осуществляли фемтосекундным титан-сапфировым лазером (MAI TAI HP, Spectra Physics, США) на длине волны 800 нм, регистрацию — в диапазоне 362–415 нм (сигнал второй гармоники от коллагена) и 512–576 нм (сигнал двухфотонно возбуждаемой автофлюоресценции эластина).

Результаты. Использование метода МФМ позволило выявить, что в ранние сроки (1 сут и 1 нед) после радиационного воздействия при всех выбранных дозах ведущим был процесс альтерации коллагенсодержащих структур стенки мочевого пузыря. Через 1 мес после облучения в дозе 2 и 10 Гр было зафиксировано увеличение содержания коллагеновых структур, что свидетельствовало о начале формирования радиационного фиброза. При дозе 40 Гр в экстрацеллюлярном матриксе стенки мочевого пузыря сохранялось снижение сигнала второй гармоники. Это позволило сделать вывод о длительно сохраняющейся дезорганизации коллагена в случае применения высоких доз облучения.

Заключение. Метод МФМ дает возможность установить, что разрушение структур экстрацеллюлярного матрикса ткани возникает уже после использования малых доз облучения и в ранние сроки после применения радиационного воздействия, что не удается выявить при стандартной микроскопии. Продолжительность процессов дезорганизации коллагенсодержащих структур зависит от дозы облучения: при использовании высоких доз альтерация носит более продолжительный характер. МФМ позволяет также оценить ход восстановительных процессов.

Dörr W. Radiation effect in normal tissue — principles of damage and protection. Nuklearmedizin 2010; 49(Suppl 1): S53–S58.
Fiorino C., Valdagni R., Rancati T., Sanguineti G. Dose-volume effects for normal tissues in external radiotherapy: pelvis. Radiother Oncol 2009; 93(2): 153–167, http://dx.doi.org/10.1016/j.radonc.2009.08.004.
Yarnold J., Brotons M.C.V. Pathogenetic mechanisms in radiation fibrosis. Radiother Oncol 2010; 97(1): 149–161, http://dx.doi.org/10.1016/j.radonc.2010.09.002.
Stewart F.A., Akleyev A.V., Hauer-Jensen M., Hendry J.H., Kleiman N.J., Macvittie T.J., Aleman B.M., Edgar A.B., Mabuchi K., Muirhead C.R., Shore R.E., Wallace W.H. ICRP publication 118: ICRP statement on tissue reactions and early and late effects of radiation in normal tissues and organs — threshold doses for tissue reactions in a radiation protection context. Ann ICRP 2012; 41(1–2): 1–322, http://dx.doi.org/10.1016/j.icrp.2012.02.001.
Brush J., Lipnick S.L., Phillips T., Sitko J., McDonald J.T., McBride W.H. Molecular mechanisms of late normal tissue injury. Semin Radiat Oncol 2007; 17(2): 121–130, http://dx.doi.org/10.1016/j.semradonc.2006.11.008.
Maslennikova A., Kochueva M., Ignatieva N., Vitkin A., Zakharkina O., Kamensky V., Sergeeva E., Kiseleva E., Bagratashvili V. Effects of gamma irradiation on collagen damage and remodeling. Int J Radiat Biol 2015; 91(3): 240–247, http://dx.doi.org/10.3109/09553002.2014.969848.
Göppert-Mayer M. Über elementarakte mit zwei quantensprüngen. Ann Phys 1931; 401(3): 273–295, http://dx.doi.org/10.1002/andp.19314010303.
Alex A., Weingast J., Weinigel M., Kellner-Höfer M., Nemecek R., Binder M., Pehamberger H., König K., Drexler W. Three-dimensional multiphoton/optical coherence tomography for diagnostic applications in dermatology. J Biophotonics 2013; 6(4): 352–362, http://dx.doi.org/10.1002/jbio.201200085.
Denk W., Strickler J.H., Webb W.W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science 1990; 248(4951): 73–76, http://dx.doi.org/10.1126/science.2321027.
Theodossiou T.A., Thrasivoulou C., Ekwobi C., Becker D.L. Second harmonic generation confocal microscopy of collagen type I from rat tendon cryosections. Biophys J 2006; 91(12): 4665–4677, http://dx.doi.org/10.1529/biophysj.106.093740.
Seidenari S., Arginelli F., Bassoli S., Cautela J., French P.M., Guanti M., Guardoli D., König K., Talbot C., Dunsby C. Multiphoton laser microscopy and fluorescence lifetime imaging for the evaluation of the skin. Dermatol Res Pract 2012; 2012: 810749, http://dx.doi.org/10.1155/2012/810749.
Williams R.M., Zipfel W.R., Webb W.W. Interpreting second-harmonic generation images of collagen I fibrils. Biophys J 2005; 88(2): 1377–1386, http://dx.doi.org/10.1529/biophysj.104.047308.
Raub C.B., Unruh J., Suresh V., Krasieva T., Lindmo T., Gratton E., Tromberg B.J., George S.C. Image correlation spectroscopy of multiphoton images correlates with collagen mechanical properties. Biophys J 2008; 94(6): 2361–2373, http://dx.doi.org/10.1529/biophysj.107.120006.
Chen J., Wong S., Nathanson M.H., Jain D. Evaluation of Barrett esophagus by multiphoton microscopy. Arch Pathol Lab Med 2014; 138(2): 204–212, http://dx.doi.org/10.5858/arpa.2012-0675-OA.
Dimitrow E., Ziemer M., Koehler M.J., Norgauer J., König K., Elsner P., Kaatz M. Sensitivity and specificity of multiphoton laser tomography for in vivo and ex vivo diagnosis of malignant melanoma. J Invest Dermatol 2009; 129(7): 1752–1758, http://dx.doi.org/10.1038/jid.2008.439.
Balu M., Kelly K.M., Zachary C.B., Harris R.M., Krasieva T.B., König K., Durkin A.J., Tromberg B.J. Distinguishing between benign and malignant melanocytic nevi by in vivo multiphoton microscopy. Cancer Res 2014; 74(10): 2688–2697, http://dx.doi.org/10.1158/0008-5472.CAN-13-2582.
Huang A.S., Gonzalez J.M. Jr., Le P.V., Heur M., Tan J.C. Sources of structural autofluorescence in the human trabecular meshwork.Invest Ophthalmol Vis Sci 2013; 54(7): 4813–4820, http://dx.doi.org/10.1167/iovs.12-11235.
Morishige N., Yamada N., Zhang X., Morita Y., Yamada N., Kimura K., Takahara A., Sonoda K.H. Abnormalities of stromal structure in the bullous keratopathy cornea identified by second harmonic generation imaging microscopy. Invest Ophthalmol Vis Sci 2012; 53(8): 4998–5003, http://dx.doi.org/10.1167/iovs.12-10214.
Koehler M.J., König K., Elsner P., Bückle R., Kaatz M. In vivo assessment of human skin aging by multiphoton laser scanning tomography. Opt Lett 2006; 31(19): 2879–2881, http://dx.doi.org/10.1364/ol.31.002879.
Tsai T.H., Jee S.H., Dong C.Y., Lin S.J. Multiphoton microscopy in dermatological imaging. J Dermatol Sci 2009; 56(1): 1–8, http://dx.doi.org/10.1016/j.jdermsci.2009.06.008.
Cicchi R., Matthäus C., Meyer T., Lattermann A., Dietzek B., Brehm B.R., Popp J., Pavone F.S. Non-linear imaging and characterization of atherosclerotic arterial tissue using combined two photon fluorescence, second-harmonic generation and CARS microscopy. Proc. SPIE8948, Multiphoton Microscopy in the Biomedical Sciences XIV, 894807 (February 28, 2014), http://dx.doi.org/10.1117/12.203701822.
Chen W.S., Wang Y., Liu N.R., Zhang J.X., Chen R. Multiphoton microscopic imaging of human normal and cancerous oesophagus tissue. J Microsc 2014; 253(1): 79–82, http://dx.doi.org/10.1111/jmi.12102.
Paoli J., Smedh M., Ericson M.B. Multiphoton laser scanning microscopy — a novel diagnostic method for superficial skin cancers.Semin Cutan Med Surg 2009; 28(3): 190–195, http://dx.doi.org/10.1016/j.sder.2009.06.007.
Burke K., Tang P., Brown E. Second harmonic generation reveals matrix alterations during breast tumor progression. J Biomed Opt 2012; 18(3): 031106, http://dx.doi.org/10.1117/1.JBO.18.3.031106.
Campagnola P. Second harmonic generation imaging microscopy: applications to diseases diagnostics. Anal Chem 2011; 83(9): 3224–3231, http://dx.doi.org/10.1021/ac1032325.
Yasui T., Tanaka R., Hase E., Fukushima Sh., Araki T. In vivo time-laps imaging of skin-burn wound healing using second-harmonic generation microscopy. Proc. SPIE 8948, Multiphoton Microscopy in the Biomedical Sciences XIV, 89480B (February 28, 2014), http://dx.doi.org/10.1117/12.2038022.
Kiseleva E., Kirillin M., Feldchtein F., Vitkin A., Sergeeva E., Zagaynova E., Streltzova O., Shakhov B., Gubarkova E., Gladkova N. Differential diagnosis of human bladder mucosa pathologies in vivo with cross-polarization optical coherence tomography. Biomed Opt Express 2015; 6(4): 1464–1476, http://dx.doi.org/10.1364/BOE.6.001464.

Kuznetsov S.S., Dudenkova V.V., Kochueva M.V., Kiseleva E.B., Ignatieva N.Yu., Zakharkina O.L., Sergeeva E.A., Babak K.V., Maslennikova А.V. Multiphoton Microscopy in the Study of Morphological Characteristics of Radiation-Induced Injuries of the Bladder. Sovremennye tehnologii v medicine 2016; 8(2): 31, https://doi.org/10.17691/stm2016.8.2.04