Количественная оценка радиационно-индуцированных изменений соединительнотканного матрикса мочевого пузыря методом нелинейной микроскопии

Цель исследования — изучить возможности количественной оценки состояния коллагена и эластина мочевого пузыря методом нелинейной микроскопии для определения степени тяжести побочных эффектов лучевой терапии опухолей женской репродуктивной системы.

Материалы и методы. Объектом исследования был биопсийный материал от девяти пациенток, имевших в анамнезе лучевую терапию по поводу злокачественных новообразований органов малого таза, и трех пациенток, получавших лечение по поводу хронического цистита бактериальной этиологии. Исследование состояния соединительнотканного внеклеточного матрикса мочевого пузыря выполнено методом нелинейной микроскопии в режимах генерации второй гармоники (ГВГ) и двухфотонно-возбуждаемой автофлюоресценции (ДВАФ) на неокрашенных депарафинированных гистологических срезах толщиной 10 мкм. Проведен качественный и количественный анализ 133 изображений мочевого пузыря, разделенных на 4 группы в соответствии с клинической картиной: 104 изображения при лучевом поражении II (n=24), III (n=40) и IV (n=40) степени тяжести в сравнении с 29 изображениями при хроническом цистите. В качестве показателей количественной оценки (состояние волокон коллагена и эластина с точки зрения их формы и плотности укладки, целостности/дезорганизации и ориентации) выбраны среднее значение интенсивности и параметр неоднородности ГВГ- и ДВАФ-сигналов.

Результаты. При рассматриваемой патологии мочевого пузыря степень изменения состояния коллагеновых и эластических волокон нарастает от II к IV степени тяжести лучевого цистита, тогда как при хроническом цистите картина может быть схожа с лучевым циститом как II, так и III степени тяжести. Изменения коллагеновых и эластических волокон с потерей нативной структуры и пространственного расположения проявляются отсутствием на части изображений четкого контура волокон (размытость), дезорганизацией/фрагментацией, появлением областей плотного беспорядочного расположения волокон или бесструктурных областей с высоким сигналом.

Среднее значение интенсивности сигнала ГВГ коллагена и ДВАФ эластина при II степени тяжести статистически значимо выше, чем при III и IV степенях (р≤0,05). Такое снижение значений отражает заметную дезорганизацию (фрагментацию) волокон по сравнению с их нативной структурой, что ведет к снижению способности волокон к генерации ГВГ- или ДВАФ-сигнала. Возрастание значений параметра неоднородности ГВГ-сигнала при III и IV степенях тяжести лучевого поражения мочевого пузыря по сравнению со II степенью и хроническим циститом отражает ту же тенденцию.

Заключение. Метод нелинейной микроскопии позволяет провести не только качественную, но и количественную оценку пространственной и структурной организации экстрацеллюлярного матрикса мочевого пузыря при лучевом поражении и при хроническом цистите, определить степень тяжести осложнений лучевого поражения и дать прогноз их течения.внеклеточный матрикс; мочевой пузырь; лучевая терапия; радиационное повреждение мочевого пузыря; хронический цистит; нелинейная микроскопия; коллаген; эластин.

1. Dörr W. Radiation effect in normal tissue — principles of damage and protection. Nuklearmedizin 2010; 49(Suppl 1): S53–S58.
2. Dörr W., Hendry J.H. Consequential late effects in normal tissues. Radiother Oncol 2001; 61(3): 223–231, https://doi.org/10.1016/s0167-8140(01)00429-7.
3. Richie J.P. Онкоурология. М: Издательство БИНОМ; 2011; 896 с. Richie J.P. Onkourologiya [Oncourology]. Moscow: Izdatel’stvo BINOM; 2011; 896 p.
4. Denham J.W., Hauer-Jensen M. The radiotherapeutic injury — a complex ‘wound’. Radiother Oncol 2002; 63(2): 129–145, https://doi.org/10.1016/s0167-8140(02)00060-9.
5. Baker D.G., Krochak R.J. The response of the microvascular system to radiation: a review. Cancer Invest 1989; 7(3): 287–294, https://doi.org/10.3109/07357908909039849.
6. Yarnold J., Brotons M.C. Pathogenetic mechanisms in radiation fibrosis. Radiother Oncol 2010; 97(1): 149–161, https://doi.org/10.1016/j.radonc.2010.09.002.
7. Jaal J., Dörr W. Radiation effects on cellularity, proliferation and EGFR expression in mouse bladder urothelium. Radiat Res 2010; 173(4): 479–485, https://doi.org/10.1667/rr1759.1.
8. Fiorino C., Rancati T., Valdagni R. Predictive models of toxicity in external radiotherapy: dosimetric issues. Cancer 2009; 115(13 Suppl): 3135–3140, https://doi.org/10.1002/cncr.24354.
9. Cancer Therapy Evaluation Program, Common Terminology Criteria for Adverse Events (CTCAE) Version 4.0. 2009.
10. Gubarkova E.V., Dudenkova V.V., Feldchtein F.I., Timofeeva L.B., Kiseleva E.B., Kuznetsov S.S., Shakhov B.E., Moiseev A.A., Gelikonov V.M., Gelikonov G.V., Vitkin A., Gladkova N.D. Multi-modal optical imaging characterization of atherosclerotic plaques. J Biophotonics 2015; 9(10): 1009–1020, https://doi.org/10.1002/jbio.201500223.
11. Jain M., Robinson B.D., Scherr D.S., Sterling J., Lee M.M., Wysock J., Rubin M.A., Maxfield F.R., Zipfel W.R., Webb W.W., Mukherjee S. Multiphoton microscopy in the evaluation of human bladder biopsies. Arch Pathol Lab Med 2012; 136(5): 517–526, https://doi.org/10.5858/arpa.2011-0147-oa.
12. Kiseleva E., Kirillin M., Feldchtein F., Vitkin A., Sergeeva E., Zagaynova E., Streltzova O., Shakhov B., Gubarkova E., Gladkova N. Differential diagnosis of human bladder mucosa pathologies in vivo with cross-polarization optical coherence tomography. Biomed Opt Express 2015; 6(4): 1464–1476, https://doi.org/10.1364/boe.6.001464.
13. Yasui T., Tanaka R., Hase E., Fukushima S., Araki T. In vivo time-lapse imaging of skin burn wound healing using second-harmonic generation microscopy. In: Periasamy A., So P.T.C., König K. (editors). Multiphoton Microscopy in the Biomedical Sciences XIV. SPIE; 2014, https://doi.org/10.1117/12.2038022.
14. Maslennikova A., Kochueva M., Ignatieva N., Vitkin A., Zakharkina O., Kamensky V., Sergeeva E., Kiseleva E., Bagratashvili V. Effects of gamma irradiation on collagen damage and remodeling. Int J Radiat Biol 2015; 91(3): 240–247, https://doi.org/10.3109/09553002.2014.969848.
15. Streltsova O.S., Maslennikova А.V., Yunusova K.E., Dudenkova V.V., Kiseleva E.B., Kochueva М.V., Tararova E.A., Malikov D.K., Vorobieva A.S., Krupin V.N. Nonlinear microscopy in studying extracellular matrix state of the urinary bladder in severe complications after radiation therapy of female pelvic tumors. Sovremennye tehnologii v medicine 2017; 9(2): 19, https://doi.org/10.17691/stm2017.9.2.02.
16. Rasband W.S. Image J: Image Processing and Analysis in Java. U.S. National Institutes of Health, Bethesda, Maryland, USA; 1997–2016. URL: http://rsb.info.nih.gov/ij/.
17. Balu M., Kelly K.M., Zachary C.B., Harris R.M., Krasieva T.B., König K., Durkin A.J., Tromberg B.J. Distinguishing between benign and malignant melanocytic nevi by in vivo multiphoton microscopy. Cancer Res 2014; 74(10): 2688–2697, https://doi.org/10.1158/0008-5472.can-13-2582.
18. Adur J., Pelegati V.B., Costa L.F., Pietro L., de Thomaz A.A., Almeida D.B., Bottcher-Luiz F., Andrade L.A., Cesar C.L. Recognition of serous ovarian tumors in human samples by multimodal nonlinear optical microscopy. J Biomed Opt 2011; 16(9): 096017, https://doi.org/10.1117/1.3626575.
19. Zhao W., Robbins M. Inflammation and chronic oxidative stress in radiation-induced late normal tissue injury: therapeutic implications. Curr Med Chem 2009; 16(2): 130–143, https://doi.org/10.2174/092986709787002790.
20. Langevin H.M. Connective tissue: a body-wide signaling network? Med Hypotheses 2006; 66(6): 1074–1077, https://doi.org/10.1016/j.mehy.2005.12.032.
21. Stecco C. Functional atlas of the human fascial system. Elsevier; 2015.
22. Gladkova N., Kiseleva E., Streltsova O., Prodanets N., Snopova L., Karabut M., Gubarkova E., Zagaynova E. Combined use of fluorescence cystoscopy and cross-polarization OCT for diagnosis of bladder cancer and correlation with immunohistochemical markers. J Biophotonics 2013; 6(9): 687–698, https://doi.org/10.1002/jbio.201200105.
23. Ganganna K., Shetty P., Shroff S.E. Collagen in histologic stages of oral submucous fibrosis: a polarizing microscopic study. J Oral Maxillofac Pathol 2012; 16(2): 162–166, https://doi.org/10.4103/0973-029x.98446.
24. Hölscher T., Bentzen S.M., Baumann M. Influence of connective tissue diseases on the expression of radiation side effects: a systematic review. Radiother Oncol 2006; 78(2): 123–130, https://doi.org/10.1016/j.radonc.2005.12.013.
25. Kiseleva E., Gladkova N., Streltzova O., Kirillin M., Maslennikova A., Dudenkova V., Yunusova K., Sergeeva E. Cross-polarization OCT for in vivo diagnostics and prediction of bladder cancer. In: Bladder cancer — management of NMI and muscle-invasive cancer. InTech; 2017; 43–61, https://doi.org/10.5772/67473.

Dudenkova V.V., Maslennikova A.V., Kiseleva E.B., Tararova E.A., Yunusova K.E., Streltsova O.S. Quantitative Assessment of Radiation-Induced Changes in the Connective Tissue Matrix of the Urinary Bladder by Nonlinear Microscopy. Sovremennye tehnologii v medicine 2018; 10(3): 118, https://doi.org/10.17691/stm2018.10.3.14