Современные технологии визуализации тучных клеток для биологии и медицины (обзор)

И.П. Григорьев, Д.Э. Коржевский

Ключевые слова: тучные клетки; гистохимия; иммуногистохимия; толуидиновый синий; сафранин; альциановый синий; триптаза; химаза.

Тучные клетки играют важную роль в защите организма от аллергенов, патогенов и паразитов, участвуя в развитии воспаления. В то же время имеются данные об их причастности к патогенезу ряда атопических, аутоиммунных, а также сердечно-сосудистых, онкологических, нервных и других заболеваний (аллергии, астмы, экземы, ринита, анафилаксии, мастоцитоза, рассеянного склероза, ревматоидного артрита, воспалительных заболеваний желудочно-кишечного тракта и легких, мигрени и т.д.). Диагностика многих заболеваний и изучение функций тучных клеток в норме и патологии требуют их выявления, вследствие чего особую важность приобретает знание о методах адекватной визуализации этих клеток у разных видов животных и человека.

В настоящем обзоре представлены данные об основных методах визуализации тучных клеток: ферментно-гистохимическом, иммуногистохимическом, а также гистохимии с использованием гистологических красителей. Основные гистологические красители соединяются с гепарином и другими кислыми мукополисахаридами, содержащимися в тучных клетках, и окрашивают их метахроматически. К их числу относятся толуидиновый синий, метиленовый синий (в том числе в составе краски Май-Грюнвальда–Гимзы), тионин, пинацианол и др. Сафранин и флуоресцентные красители берберин и авидин также соединяются с гепарином. Для маркирования мукозных и незрелых тучных клеток необходимо более продолжительное окрашивание гистологическими красителями или окраска альциановым синим.

Более современные методы — ферментно-гистохимический и особенно иммуногистохимический — позволяют высокоизбирательно выявлять тучные клетки с помощью реакции на триптазу или химазу (специфичные для данных клеток протеазы). При иммуногистохимическом исследовании триптаз и химаз следует учитывать видовые различия распределения этих протеаз в тучных клетках человека и животных для адекватного их выявления. Иммуногистохимическая реакция на рецептор к иммуноглобулину Е (FcεRI) и рецептор c-kit не специфична для тучных клеток, но последняя важна для демонстрации их пролиферации при нормальном и злокачественном росте.

В обзоре обсуждается также правильная фиксация биологического материала, что имеет большое значение для гистохимического и иммуногистохимического выявления тучных клеток.

Отмечено, что в качестве новых технологических подходов для анализа различных популяций тучных клеток применяются флуоресцентные методы иммуногистохимии и многомаркерный анализ в сочетании с конфокальной микроскопией.

Введение

Тучные клетки (тканевые базофилы, мастоциты, лаброциты) происходят из гематопоэтических стволовых клеток и встречаются практически во всех органах и тканях. Основной их функцией является поддержание гомеостаза органов в условиях разнообразных внешних воздействий. Они продуцируют и накапливают большое число медиаторов, которые высвобождаются в процессе активации тучных клеток, вызывая разнообразные реакции в окружающей ткани. В частности, реагируя на поступление вредоносных агентов (аллергены, патогены, паразиты), тучные клетки участвуют в инициации воспалительного ответа и в процессах посттравматической регенерации [1–3]. По неизвестным на сегодняшний день причинам тучные клетки могут вызывать неконтролируемую воспалительную реакцию, которая приводит к развитию атопических заболеваний, таких как бронхиальная астма, экзема, аллергический ринит [1, 4, 5]. Пролиферация и накопление тучных клеток являются главными признаками такого заболевания человека, как мастоцитоз [6]. Скопление тучных клеток в синовиальной ткани при ревматоидном артрите указывает на их возможное участие в развитии этого хронического воспалительного заболевания [7]. Мастоциты скапливаются в атеросклеротических бляшках и, вероятно, играют важную роль в развитии инфаркта и инсульта [4, 8, 9]. Показано участие тучных клеток в патогенезе эндометриоза, болезни Крона и синдрома воспаленного кишечника, в развитии фиброза легких и печени [8, 10, 11]. Некоторые из секретируемых ими медиаторов могут способствовать развитию опухолей, стимулируя ангиогенез и злокачественный рост клеток, другие — вызывать апоптоз опухолевых клеток [9, 12]. В последнее время активно обсуждается вопрос о причастности тучных клеток к патогенезу целого ряда нервных и психических заболеваний (рассеянного склероза, мигрени, бокового амиотрофического склероза, расстройств аутистического спектра, депрессии и др.) [8, 13–15].

Поскольку мастоциты обеспечивают жизненно важные функции и участвуют в патогенезе многих заболеваний, им посвящено большое количество научных работ, как клинических, так и выполненных на экспериментальных моделях болезней. Многие результаты, касающиеся выявления тучных клеток в тканях человека и животных, представляются противоречивыми в связи с методическими ограничениями и особенностями трактовки данных цитологического и гистологического исследований, в частности при сопоставлении результатов, полученных на разных видах животных и на человеке. Поэтому особую важность приобретает знание о методах, используемых для адекватной визуализации мастоцитов у разных видов животных и человека и в разных условиях.

Исходя из этого, цель настоящего обзора — проанализировать технологические особенности способов идентификации тучных клеток человека и животных для правильного подбора информативных методов при проведении научных и диагностических исследований.

Морфологические и биохимические характеристики тучных клеток

Мастоциты не обладают особой, характерной только для этого вида клеток формой и локализацией, поэтому их визуализируют на гистологических препаратах опосредованно, выявляя вещества, специфичные для данных клеток, с помощью методов гистохимии и иммуногистохимии. В цитоплазме тучных клеток расположены многочисленные крупные гранулы, в которых содержится множество (свыше двухсот) различных соединений, включая биогенные амины (гистамин, серотонин, дофамин), протеогликаны (серглицин), мукополисахариды (гепарин, хондроитинсульфат), протеазы (триптазы, химазы, карбоксипептидаза А), цитокины, ростовые факторы, гормоны и другие биологически активные соединения [1, 10, 16–18].

Тучные клетки в отдельных органах существенно различаются по составу медиаторов [19]. Различие в сродстве к красителям у гранул тучных клеток разных органов дало основание Л. Энербеку еще в 1966 г. разделить эти клетки у грызунов на два типа: слизистые, или мукозные, и соединительнотканные, или серозные [20, 21]. Сопоставление распределения и медиаторного состава тучных клеток грызунов и человека позволяет применить данную классификацию к мастоцитам других видов животных и человека.

Состав медиаторов, содержащихся в гранулах мастоцитов разных типов, различен. В соединительнотканных тучных клетках содержится большое количество гепарина, тогда как в слизистых он практически отсутствует, однако в них много других кислых мукополисахаридов — хондроитинсульфата А и дерматансульфата (ранее называвшегося хондроитинсульфатом В), которые не найдены в соединительнотканных мастоцитах [1, 22]. Следует отметить, что гепарин в организме человека обнаружен исключительно в тучных клетках, причем он составляет около 75% от общего количества мукополисахаридов тучных клеток, а хондроитинсульфаты — остальную их часть [23, 24].

Гистохимическое выявление тучных клеток

Обилие в секреторных гранулах сульфатированных гликозаминогликанов, в первую очередь гепарина, и локализация их преимущественно в тучных клетках позволяют избирательно визуализировать эти клетки с помощью гистохимических окрасок. Отрицательно заряженные сульфатные группы гликозаминогликанов взаимодействуют с основными анилиновыми красителями, например с толуидиновым синим, метиленовым синим или тионином. При этом ковалентно соединившаяся с сульфатированными гликозаминогликанами молекула красителя изменяет свой цвет, и тучные клетки окрашиваются метахроматически, т.е. отлично от ортохроматического цвета самого красителя [25]. Гистохимический метод метахроматического окрашивания в различных вариантах широко используется для выявления мастоцитов на гистологических препаратах, так как он относительно прост, недорог, эффективен и применим практически к любым тканям животных и человека. Однако выявляемость мастоцитов существенно зависит от множества факторов: типа и зрелости тучных клеток, типа исследуемой ткани, вида животного, используемого красителя, рН инкубационного раствора и продолжительности окрашивания, вида фиксирующей жидкости, времени фиксации и способа окончательной обработки окрашенных препаратов [21, 26–33]. Для выявления тучных клеток чаще всего используют метахроматическую окраску толуидиновым синим или красителем Романовского (по Май-Грюнвальду–Гимзе), а также комбинированную окраску альциановым синим и сафранином.

При окраске толуидиновым синим тучные клетки проявляют интенсивную темно-фиолетовую метахромазию в отличие от клеток других типов, которые окрашиваются синим цветом (ортохроматически). Широкое применение толуидинового синего привело к созданию нескольких вариантов окраски и позволило обнаружить ряд особенностей и ограничений данного метода. Толуидиновый синий для метахроматического выявления тучных клеток используется в трех основных разновидностях: 1) 0,5% нейтральный водный раствор; 2) 0,5% кислый раствор (рН=0,3–4,0); 3) 0,5% кислый раствор на 70º этаноле (так называемый толуидиновый синий по протоколу Luna [34]). Для более эффективного окрашивания тучных клеток предпочтительнее применять кислый раствор толуидинового синего с рН=0,3–4,0 [21, 35].

Важно иметь в виду, что гепарин, с которым соединяется толуидиновый синий, содержится в малом количестве в мукозных мастоцитах и в большом количестве — в зрелых соединительнотканных тучных клетках; в незрелых клетках его содержание низкое и нарастает по мере дифференцировки клеток [36, 37]. Вследствие этого зрелые соединительнотканные тучные клетки окрашиваются метахроматически толуидиновым синим наиболее интенсивно и быстро, тогда как для мукозных и незрелых соединительнотканных мастоцитов требуется продолжительное окрашивание — до 2 и даже 5 сут [30, 38, 39]. Для точного подсчета количества тучных клеток и получения корректных результатов необходимо стандартизировать время окраски.

Окрашиваемость тучных клеток толуидиновым синим зависит от метода фиксации. После фиксации в 10% формалине хорошо окрашиваются толуидиновым синим соединительнотканные тучные клетки в различных органах разных видов животных и человека, но слабо или вовсе не окрашиваются мукозные мастоциты [30, 32, 40, 41]. Для улучшения окраски мукозных мастоцитов было предложено промывать фиксированные в формалине образцы в трет-бутаноле [42], однако лучшие результаты дает использование неальдегидного (неформалинового) фиксатора. Во многих исследованиях продемонстрировано, что фиксирующий раствор Карнуа позволяет выявить больше тучных клеток (в том числе мукозных) при окрашивании толуидиновым синим, чем фиксаторы, приготовленные на основе формальдегида [35, 38, 43, 44]. Помимо жидкости Карнуа, хорошо сохраняют метахромазию тучных клеток фиксаторы, содержащие металлы: основной ацетат свинца, который также называют фиксатором Mota [20, 35, 45], и цинксодержащие фиксаторы [46–52].

Следует иметь в виду, что толуидиновый синий, помимо тучных клеток, может вызывать метахромазию во внутриклеточных гранулах макрофагов и базофильных гранулоцитов, а также в бокаловидных клетках кишечника у человека и животных [30, 52, 53].

Альциановый синий в комбинации с сафранином О (который обычно называют просто сафранином) также широко используется для визуализации тучных клеток. Достоинство данного метода в том, что он позволяет одновременно выявлять тучные клетки серозного и мукозного типов. Альциановый синий окрашивает тучные клетки мукозного типа синим цветом, а сафранин избирательно окрашивает серозные тучные клетки в красный и розовый цвет. Это обусловлено тем, что сафранин связывается с сильно сульфатированными гликозаминогликанами, включая гепарин, который характерен для соединительнотканных тучных клеток, а альциановый синий окрашивает гранулы тучных клеток, содержащие слабо сульфатированные гликозаминогликаны, главным образом предшественники гепарина, и хондроитинсульфат Е, которые типичны для слизистых тучных клеток [32, 42, 54]. Следовательно, гранулы мастоцитов, которые окрашиваются в розовый и красный цвет сафранином, содержат гепарин, а окрашиваемые в синий цвет альциановым синим его не содержат.

Кроме того, учитывая распределение гепарина в зрелых и незрелых мастоцитах, их можно дифференцировать с помощью комплексной окраски альциановым синим/сафранином: зрелые (соединительнотканные) мастоциты окрашиваются в розовый цвет сафранином, а незрелые (соединительнотканные и слизистые) — в синий цвет альциановым синим. По мере созревания соединительнотканных мастоцитов происходит постепенный сдвиг в их окрашивании, и на промежуточном этапе часть гранул окрашивается сафранином в розовый цвет, но остается синий ободок окраски альциановым синим или цитоплазма приобретает сиреневый цвет, тогда как зрелые и незрелые мукозные мастоциты сохраняют синюю окраску альциановым синим [55–58].

Альциановый синий выявляет больше тучных клеток при низких значениях рН: например, при рН=1,0 он окрашивает больше мастоцитов, чем при рН=3,5. Эффективность окрашивания клеток с помощью альцианового синего и сафранина зависит от способа фиксации: предпочтительнее применять неальдегидный фиксатор (например, раствор Карнуа или фиксатор Mota) [26, 41, 59].

При использовании альцианового синего следует иметь в виду, что он окрашивает в кишечнике не только тучные, но и бокаловидные клетки [43, 52], а в воздухоносных путях — бокаловидные клетки и клетки Клара [60, 61].

Комбинированная окраска препаратов альциановым синим и эозином по Сухоруковой и Ворончихину позволяет одновременно выявить тучные клетки и эозинофильные лейкоциты — основные клеточные популяции, участвующие в патогенезе бронхиальной астмы [62].

В некоторых случаях для выявления мастоцитов в комбинации альцианового синего и сафранина первый краситель заменяют на астровый синий. Астровый синий, как и альциановый синий, относится к группе медьсодержащих фталоцианиновых красителей и при соответствующих условиях применения окрашивает тучные клетки более селективно, чем некоторые другие красители, включая толуидиновый синий, и не дает фоновой окраски [63, 64]. При использовании в комбинации с сафранином астровый синий, как и альциановый синий, окрашивает незрелые и/или мукозные тучные клетки, тогда как сафранин красит гепаринсодержащие зрелые серозные мастоциты [21, 39]. Подобно другим красителям астровый синий хорошо окрашивает тучные клетки после фиксации не в формалине, а в жидкости Карнуа либо в фиксаторе Mota [63].

Нередко для выявления тучных клеток используют краситель Романовского в разных вариантах окрашивания гистологического материала. Так, при окраске по Май-Грюнвальду–Гимзе цитоплазма тучных клеток приобретает темно-синий цвет, а гранулы окрашиваются метахроматически в красный цвет [45]. Этот метод хорошо выявляет мукозные тучные клетки, причем иногда с большей эффективностью, чем окраска толуидиновым синим, альциановым синим, астровым синим или при применении ферментно-гистохимического либо иммуногистохимического методов (см. ниже) [53, 65–67]. Следует заметить, что, хотя окраска тучных клеток по Май-Грюнвальду–Гимзе высокоизбирательна, эта процедура занимает больше времени, чем окраска толуидиновым синим [67].

В большом количестве исследований используют самостоятельно основной компонент краски Романовского и Май-Грюнвальда–Гимзе — метиленовый синий и продукты его окисления, которые образуются в данном красителе — азур А и азур Б (синоним — азур I). Метахроматическая окраска мастоцитов с помощью метиленового синего распространена достаточно широко, он избирательно маркирует тучные клетки, давая меньшую фоновую окраску, чем, например, альциановый синий [52, 68, 69]. Метиленовый синий окрашивает больше мастоцитов после фиксации в жидкости Карнуа или фиксаторе Mota, чем в формалине [68, 70].

Азур А упоминается в различных руководствах как часто применяемая краска для визуализации тучных клеток, однако на самом деле он используется редко. Продемонстрировано, что азур А выявляет серозные и мукозные мастоциты так же хорошо, как и другие красители (а также при использовании ферментно-гистохимического метода), причем при более низком показателе рН (0,5–1,0) азур А выявляет больше мастоцитов, чем при рН=3,0–4,0 [20, 71]. Интересно, что при рН=0,5 азур А красит тучные клетки ортохроматически, а при повышении рН до 4,0 наблюдается сдвиг к метахромазии [20]. Есть данные, что азуром А в отличие от других красителей не удается покрасить мастоциты в мозге крыс [72].

Реже для метахроматической окраски мастоцитов используют другие красители: крезиловый фиолетовый [73] или тионин. Тионин уступает по эффективности выявления тучных клеток толуидиновому синему и дает по сравнению с ним более сильную фоновую окраску [72, 74, 75]. Имеются данные об эффективном окрашивании тучных клеток бриллиантовым зеленым [76], метиловым зеленым [77] и метиленовым зеленым [78].

В 1958 г. российский гистолог М.Г. Шубич предложил использовать 0,5% кислый раствор основного коричневого (синоним — бисмарк коричневый) для избирательного окрашивания тучных клеток [79]. Данный краситель соединяется с кислыми мукополисахаридами и контрастно прокрашивает гранулы тучных клеток желто-коричневым цветом без окрашивания ядра и клеток других типов. Препараты хорошо окрашиваются независимо от использованного фиксатора (абсолютного спирта, спирт-формола, 4% раствора основного ацетата свинца, смеси ацетата свинца и формалина и т.д.). Метод прост и избирательно выявляет мастоциты не хуже толуидинового синего [80, 81].

Карбоцианиновый краситель пинацианол в комбинации с эритрозином (пинацианол–эритрозинат) известен как селективный краситель тучных клеток, который используется в гистологической практике для метахроматической окраски мастоцитов человека и животных. В материале, фиксированном в формалине, пинацианол–эритрозинат выявляет больше мастоцитов, чем толуидиновый синий [82, 83]. Однако данный краситель хуже, чем толуидиновый синий, прокрашивает цитоплазму, не позволяя четко визуализировать гранулы [82]. Недостатком пинацианола является его высокая чувствительность к теплу и свету, вследствие чего окрашенные им препараты быстро обесцвечиваются.

Предложен метод окраски тучных клеток индикатором изменения кислотности — ферроином. Метод прост в использовании и выявляет тучные клетки не менее эффективно, чем толуидиновый синий или альциановый синий–сафранин [84].

Непригоден для селективной окраски тучных клеток главный гистологический метод окраски — гематоксилином и эозином [85]. Гематоксилин не обладает сродством к компонентам гранул тучных клеток, поэтому его часто применяют для подкраски клеточных ядер при иммуногистохимическом окрашивании мастоцитов.

Помимо классических гистологических красок для визуализации соединительнотканных тучных клеток используют флуоресцирующие красители, в первую очередь сульфат берберина. Берберин — это катионный краситель, который обладает высоким сродством к гепарину и слабой собственной флуоресцентностью, но после связывания с гепарином испускает сильную желтую флуоресценцию [30, 44, 86]. Интенсивность флуоресценции берберина прямо пропорциональна количеству гепарина, что позволяет использовать его не только для маркирования зрелых соединительнотканных мастоцитов, содержащих гепарин, на гистологических препаратах [55, 56], но и для цитофлуорометрических измерений количества гепарина в тучных клетках [54]. Цитоплазматические гранулы мастоцитов флуоресцируют под действием берберина более контрастно в сравнении с фоновой тканью при низких рН красителя (1,2–2,0). Берберин применют для маркирования мастоцитов не только во флуоресцентной, но и в световой микроскопии: он окрашивает тучные клетки в красно-коричневый цвет [87]. Поскольку берберин метит только серозные (гепаринсодержащие) тучные клетки, его используют в комбинации с альциановым синим для дифференциальной окраски серозных (берберином) и мукозных (альциановым синим) тучных клеток [21] либо параллельно с толуидиновым синим, что позволяет из общей популяции мастоцитов, окрашиваемых толуидиновым синим, вычленить серозные мастоциты, меченные берберином [88, 89].

Окраска берберином чувствительна к способу фиксации: забуференный нейтральный формалин почти полностью подавляет флуоресценцию, для успешного ее выявления рекомендуется фиксатор Карнуа [41, 90]. Следует иметь в виду, что, хотя берберин хорошо окрашивает мастоциты мышей и крыс, он, по некоторым данным [43, 44], не вызывает флуоресценцию в соединительнотканных тучных клетках морской свинки и в коже человека. Недостатком данного красителя является недолговечность препаратов из-за кратковременной флуоресценции берберина.

С гепарином, содержащимся в гранулах соединительнотканных тучных клеток, помимо берберина селективно связывается гликопротеид авидин [91].Благодаря этому свойству авидин, конъюгированный с пероксидазой хрена, флуоресцеином изоцианатом (FITC), родамином или другой меткой, используется для выявления соединительнотканных тучных клеток в световом или флуоресцентном микроскопе. Избирательность связывания авидина с гепарином доказывается применением гепариназы — фермента, который разрушает гепарин и полностью предотвращает окрашивание срезов авидином [92]. Авидин связывается с гепарином не только избирательно, но и количественно, т.е. интенсивность флуоресценции авидина, конъюгированного с флуоресцеином, пропорциональна количеству гепарина в гранулах мастоцитов, что используется для получения данных о количестве гепарина и гепаринсодержащих гранул в тучных клетках [92]. С помощью связывания авидина с гепарином удается наблюдать процесс дегрануляции — высвобождения секреторных гранул из тучных клеток [86, 93, 94].

За счет высокой аффинности к гепарину авидин выявляет соединительнотканные тучные клетки не менее, а иногда и более эффективно, чем толуидиновый синий [38, 44, 71]. Он превосходит и берберин, поскольку для него не было обнаружено видоспецифичных ограничений окраски мастоцитов: авидин способен метить серозные тучные клетки, полученные не только у мышей и крыс, но и, в отличие от берберина, у человека и морской свинки [44, 95]. Важно иметь в виду, что аффинность авидина к гепарину настолько высока, что он может связываться с гепарином даже находясь в составе авидин–биотин-пероксидазного комплекса, который используется в иммуногистохимической работе, не связанной с изучением тучных клеток, в результате чего происходит неспецифическое окрашивание тучных клеток. Для предотвращения этого артефакта были разработаны специальные методы [96]. Визуализация мастоцитов авидином дает лучшие результаты после фиксации ткани в жидкости Карнуа в сравнении с формалинсодержащим фиксатором [44].

Иногда для визуализации тучных клеток используют акридиновый оранжевый, который соединяется с гранулами тучных клеток, и они начинают испускать оранжево-желтую флуоресценцию. Помимо этого, он окрашивает гранулы мастоцитов в оранжевый цвет в проходящем свете, что позволяет наблюдать меченные им объекты на гистологических препаратах в светооптическом микроскопе. Есть данные, что акридиновый оранжевый может образовывать связи с гепарином и, вероятно, поэтому окрашивает серозные, но не мукозные мастоциты [41]. Способность акридинового оранжевого соединяться с цитоплазматическими гранулами используется для исследования процессов дегрануляции в норме и при апоптотическом разрушении мастоцитов [97].

Следует иметь в виду, что флуоресценция акридинового оранжевого кратковременна. Но главная проблема его применения заключается в том, что он в качестве катионного красителя соединяется с различными ацидными везикулами, лизосомами и нуклеиновыми кислотами [98]. Вследствие этого акридиновый оранжевый индуцирует флуоресценцию нуклеиновых кислот в ядре, а также окрашивает везикулы и лизосомы в клетках различной природы [98, 99], что свидетельствует о низкой специфичности данного красителя по отношению к тучным клеткам.

Вышеописанные виды гистохимической окраски тучных клеток основаны на соединении основного красителя с гепарином и другими кислыми мукополисахаридами, однако гепарин, хотя и в меньшем количестве, содержится и в базофильных лейкоцитах (базофилах), которые также окрашиваются основными красителями. Для преодоления этого недостатка разработаны более специфичные для идентификации мастоцитов ферментно-гистохимический и иммуногистохимический методы, которые базируются на выявлении специфичных для мастоцитов ферментов — триптазы и химазы. Это сериновые протеазы, которые обладают соответственно трипсиноподобными или химотрипсиноподобными свойствами и составляют до 35–50% всех белков мастоцитов [33, 100]. Триптаза и химаза были обнаружены в базофилах, но в концентрации на два порядка ниже, чем в мастоцитах [101]. Поэтому при использовании иммуногистохимических методов с амплификацией сигнала, достаточной для выявления тучных клеток, базофильные гранулоциты не выявляются.

В соответствии с наличием тех или иных сериновых протеаз тучные клетки подразделяют на содержащие триптазу, химазу или оба фермента сразу. У человека соединительнотканные тучные клетки продуцируют и хранят в секреторных гранулах триптазу и химазу, а мукозные — только триптазу (табл. 1) [100, 102].

Таблица 1. Сериновые протеазы тучных клеток человека и лабораторных животных

Тучные клетки лабораторных грызунов существенно отличаются по составу содержащихся в них протеаз от мастоцитов человека: в мукозных мастоцитах человека содержится только триптаза, а у грызунов — только химаза; серозные тучные клетки содержат триптазу и химазу и у человека, и у грызунов. У мышей серозные тучные клетки синтезируют и хранят в гранулах две химазы — протеазы мышиных тучных клеток-4 и -5 (mMCP-4 и mMCP-5) и две триптазы — mMCP-6 и mMCP-7, тогда как мукозные тучные клетки продуцируют только химазы, причем отличные от тех, что содержатся в соединительнотканных мастоцитах (mMCP-1 и mMCP-2), и не синтезируют триптазы [100, 102]. У крыс серозные тучные клетки также содержат триптазу и химазу: два вида триптазы — протеазы крысиных тучных клеток rMCP-6 и rMCP-7 — и две химазы — rMCP-1 и rMCP-5, а мукозные мастоциты экспрессируют несколько различных химаз (протеазы крысиных тучных клеток rMCP-2, -3, -4, -8, -9, -10), но не содержат триптазу [18, 103].

Видоспецифичные протеазы обнаружены также у морских свинок, кроликов, монгольских песчанок, золотистых хомяков, кошек, собак и других видов животных [104, 105], причем паттерн распределения химаз и протеаз в серозных и мукозных тучных клетках у разных видов животных различен. Этот факт определяет невозможность межвидовой стандартизации иммуногистохимических методов выявления тучных клеток, при которых маркируются их цитоспецифические ферменты.

Ферментно-гистохимический метод

Полезным методом маркирования специфических ферментов тучных клеток является ферментно-гистохимический. В середине ХХ в. в тучных клетках была выявлена специфическая для них эстеразная (хлорацетатэстеразная) активность, локализацию которой можно определить с помощью ферментно-гистохимической реакции Ледера. Для этого используют нафтол-AS-D-хлорацетат в качестве специфического субстрата и свежеприготовленную диазониевую краску: гранатовый прочный GBC, синий прочный ВВ (ББ), прочный красно-фиолетовый LB, парарозанилин или фуксин основной. Ферментативный гидролиз сложноэфирных связей тучноклеточной эстеразой высвобождает из субстрата нафтол, который соединяется с диазониевым красителем, образуя сильно окрашенные отложения в месте активности фермента, тем самым маркируя тучные клетки [85]. Достоинство этого метода: в отличие от многих других ферментно-гистохимических реакций, данную реакцию можно успешно проводить на парафиновых срезах ткани [85].

Как и другие гистохимические реакции, хлорацетатэстеразная реакция зависит от способа фиксации исследуемой ткани, однако сведения на этот счет противоречивы: проводя реакцию Ледера после фиксации в формалине, жидкости Карнуа или растворе Mota, разные авторы получили совершенно различные результаты [42, 70, 106].

Клетки, которые маркируются с помощью хлорацетатэстеразной реакции, также окрашиваются метахроматически толуидиновым синим, красителем Гимзы или альциановым синим, что свидетельствует об их тучноклеточной природе [42, 106, 107]. Однако наряду с мастоцитами хлорацетатэстеразная реакция (как правило, с низкой интенсивностью) обнаруживается в полиморфноядерных лейкоцитах [106].

Есть данные, свидетельствующие, что нафтол-AS-D-хлорацетатэстеразная реакция отражает активность химазы и таким образом локализация продуктов данной ферментно-гистохимической реакции соответствует местам локализации химазы в мастоцитах [69, 106]. Исходя из этого и учитывая распределение химазы в разных видах тучных клеток (см. табл. 1), можно полагать, что хлорацетатэстеразная реакция позволяет выявить у человека только серозные тучные клетки, а у мышей и крыс — и серозные, и мукозные мастоциты.

Некоторые другие химотриптические протеазы, например эластаза и катепсин G, обладают субстратной специфичностью химазы, причем располагаются как в мастоцитах, так и в других типах клеток у человека и у животных, поэтому хлорацетатэстеразная реакция может выявлять больше клеток, чем на самом деле существует химазасодержащих мастоцитов в изучаемой области [29, 69, 108]. Чтобы преодолеть этот недостаток, были созданы субстраты (пептидные соединения), более селективные для химазы, а также субстраты, специфические для триптазы, что позволило проводить ферментно-гистохимическую реакцию для выявления локализации химазы или триптазы с высокой избирательностью [38, 41, 109]. Специфичность ферментно-гистохимической реакции на химазу и триптазу может быть проверена с использованием различных ингибиторов протеаз: например, гистохимическую реакцию на химазу блокирует химостатин, ингибитор трипсина сои и фенилметилсульфонилфторид, на триптазу — лейпептин и некоторые другие олигопептиды [106, 110].

Важно подчеркнуть, что с помощью данной реакции визуализируются активные ферменты, способные расщеплять специфические для них субстраты. Однако есть данные, что часть химазы и триптазы в мастоцитах находится в неактивном состоянии и потому не выявляется с помощью ферментно-гистохимической реакции [108, 109]. В этом случае неактивные, равно как и активные ферменты могут быть определены методом иммуногистохимии.

Иммуногистохимия

Иммуногистохимия — это, безусловно, наиболее чувствительный и селективный, но вместе с тем дорогостоящий, трудоемкий и технически сложный способ идентификации тучных клеток. Как и другими методами, в данном случае выявляются соединения, избирательно присущие тучным клеткам, к числу которых в первую очередь относятся триптаза и химаза. Как уже упоминалось, данные ферменты обладают видовой специфичностью, потому антитела к ним также специфичны для каждого вида. Конъюгированные с соответствующей меткой, эти антитела можно выявлять на препаратах с помощью световой, флуоресцентной и электронной микроскопии.

Именно иммуногистохимический метод показал, что тучные клетки человека делятся на две группы: триптаза-иммунореактивные (ТК_т) и триптаза- и химаза-иммунореактивные (ТК_тх). Распределение в тканях организма ТК_т соответствует распределению мукозных мастоцитов (преимущественно в легких и слизистой оболочке желудочно-кишечного тракта), а ТК_тх — соединительнотканных тучных клеток (в коже, подслизистой оболочке желудочно-кишечного тракта, перитонеальной жидкости) [95, 101, 111]. Таким образом, иммуногистохимическое выявление триптазы позволяет обнаруживать всю популяцию тучных клеток в тканях человека, в то время как дополнительное иммуноокрашивание на химазу помогает идентифицировать подтип тучных клеток. Помимо двух указанных подтипов в некоторых тучных клетках человека с помощью иммуногистохимии (а также ферментно-гистохимического метода) определялась только химаза (без триптазы): ТК_х были описаны в плаценте, легких, слизистой и подслизистой оболочках желудочно-кишечного тракта, почках, коже и конъюнктиве [95, 112–115]. Однако вопрос о существовании в организме человека субпопуляции химаза-иммуноположительных/триптаза-иммунонегативных мастоцитов остается дискуссионным, поскольку рядом других исследователей были получены противоположные результаты [116, 117]. Не исключено, что обнаружение химаза-иммуноположительных/триптаза-иммунонегативных тучных клеток связано со слабой экспрессией триптазы в отдельных мастоцитах и/или сложностью выявления триптазы (как и химазы) методом иммуногистохимии при использовании двойного мечения, где большое значение имеет правильно выбранное время инкубации с соответствующим антителом [31, 118].

В настоящее время имеются коммерчески доступные видоспецифичные антитела к некоторым химазам и триптазам мышей и крыс, которые используются в иммуногистохимических исследованиях как маркеры определенной подгруппы тучных клеток [87, 108, 119, 120]. Антитела к триптазе и химазе человека, мышей или крыс в соответствии с рекомендациями производителей и данными исследователей можно использовать для иммуногистохимического изучения мастоцитов других видов животных, однако возможность такого использования антител требует специального тестирования в каждом отдельном случае. В некоторых случаях учитывается генетическая информация об ортологичных протеазах — таких, которые кодируются идентичным геном у двух разных видов животных. Например, для иммуногистохимического выявления мышиной химазы mMCP-4 успешно использовались антитела к ортологичной крысиной химазе rMCP-1 [108].

При использовании иммуногистохимии для получения адекватных результатов имеет значение способ фиксация материала. Сопоставление влияния фиксации в формалине, жидкости Карнуа, этаноле и других фиксаторах на результаты иммуногистохимического выявления тучных клеток дало противоречивые результаты [70, 111]. По нашим наблюдениям, применение цинксодержащих фиксирующих растворов позволяет получить наилучшие результаты. При проведении иммуногистохимических реакций на ферменты тучных клеток следует учитывать, что триптаза и химаза экспрессируются достаточно поздно при дифференцировке мастоцитов, вследствие чего антитела против этих протеаз не могут быть использованы для идентификации незрелых тучных клеток.

Иногда для маркирования тучных клеток применяют иммуногистохимическую реакцию на рецепторный белок c-kit (синоним — CD117) — тирозинкиназный трансмембранный рецептор, лигандом которого является фактор стволовых клеток. Установлено, что взаимодействие данного лиганда с рецептором c-kit регулирует миграцию, созревание и пролиферацию тучных клеток in vivo и in vitro [6, 75, 121]. Рецепторный белок c-kit наблюдается не только в растущих мастоцитах, как можно было бы ожидать, исходя из установленных функций, но и в зрелых тучных клетках, поэтому антитела к белку c-kit позволяют иммуногистохимически определять большую часть популяции таких клеток. Для некоторых тканей и видов животных показано, что иммуногистохимическая реакция на c-kit выявляет тучные клетки лучше, чем окраска толуидиновым синим [122], и не менее эффективно, чем иммуногистохимия на триптазу [123]. Однако в других исследованиях обнаружено, что данный маркер недостаточно специфичен и с помощью антител к c-kit удается визуализировать только часть тучных клеток, иммуноположительных на триптазу или химазу [124, 125], и наоборот, только часть c-kit-иммунореактивных клеток была также иммуноположительной на триптазу или химазу [125]. Это связано с тем, что рецептор c-kit помимо мастоцитов выявляется в стволовых и половых клетках, в эпителиальных клетках потовых желез, протоков грудной железы, почечных и семенных канальцев, интерстициальных клетках Кахаля, меланоцитах и базальных клетках эпидермиса, некоторых нейронах и глиоцитах головного мозга [126–128]. Отличительной особенностью локализации c-kit в тучных клетках является их расположение на мембране, тогда как в клетках другой природы c-kit локализован в цитоплазме [129].

Кроме этого, рецепторный белок c-kit интенсивно экспрессируется в опухолях разной природы, его детекция с помощью иммуногистохимии имеет диагностическое значение [126, 127, 130–132]. Таким образом, этот белок можно признать факультативным маркером тучных клеток: c-kit-иммуноположительные клетки с большой вероятностью, но не обязательно могут быть мастоцитами.

Некоторые другие компоненты, типичные для тучных клеток, также используются как возможные маркеры мастоцитов. Один из них — высокоаффинный рецептор к иммуноглобулину Е (FcεRI), который, как правило, соэкспрессируется с белком c-kit в зрелых тучных клетках [2, 6]. При иммуногистохимическом исследовании большинство тучных клеток, окрашенных с использованием реакции на триптазу или химазу, также обнаруживают положительную реакцию и на FcεRI [125, 133]. Однако в некоторых частях организма, например в легких у человека, лишь малая часть мастоцитов FcεRI иммунореактивна [133]. Кроме того, во всех исследованных тканях наблюдается значительное количество FcεRI-иммунореактивных клеток, которые были триптаза- и/или химаза-иммунонегативными [125], что не удивительно, поскольку FcεRI помимо мастоцитов также обнаружен в базофилах, моноцитах, эозинофилах и эпидермальных клетках Лангерганса [134, 135]. Таким образом, хотя FcεRI является типичным компонентом тучных клеток, его, как и c-kit, нельзя признать селективным маркером мастоцитов.

Иммуногистохимия на гистамин предлагалась для детекции тучных клеток в разных органах человека и животных [87, 136, 137]. Однако данный метод имеет существенный недостаток, связанный с тем, что гистамин содержится не во всех тучных клетках [137, 138], но присутствует в значительных количествах в нейронах, энтерохромаффинных клетках пищеварительного тракта, базофилах, нейтрофилах, моноцитах/макрофагах и дендритных клетках [139, 140]. Эти данные свидетельствуют о том, что иммуногистохимическая (равно как и гистохимическая) реакция на гистамин не может считаться надежным и селективным методом выявления тучных клеток.

Серотонин (как и ключевой фермент синтеза серотонина триптофангидроксилаза) содержится в тучных клетках животных и человека. Основная информация по этому вопросу получена в исследованиях на животных, данные о серотонине в мастоцитах человека крайне немногочисленны. У грызунов серотонин обнаружен преимущественно в соединительнотканных мастоцитах [33, 141]. В некоторых работах серотонин не удалось выявить с помощью иммуногистохимии в тучных клетках кожи кошек и собак [138, 142], а в головном мозге экспериментальных животных и птиц он наблюдался лишь в части тучных клеток [120, 143, 144]. В то же время серотонин встречается помимо мастоцитов во многих других типах клеток в разных органах человека и животных. Среди них — энтерохромаффинные клетки желудочно-кишечного тракта, которые производят подавляющее большинство серотонина в организме; различные эндокринные клетки легких, надпочечников, простаты, придатка яичка [145–148]; серотонинергические нейроны центральной и периферической нервной системы [149, 150]; вкусовые рецепторные клетки III типа и гломусные клетки каротидных телец [151, 152]. Серотонин содержится в эпителиоцитах выстилки выводных протоков различных желез [148], трофобласте и децидуальных клетках плаценты человека [153], кератиноцитах, фибробластах, меланоцитах и, возможно, в других клетках кожи [154, 155], в синовиальных фибробластах [156], тромбоцитах, лимфоцитах и моноцитах [157]. Таким образом, хотя серотонин был продемонстрирован в тучных клетках животных и человека, он не специфичен для мастоцитов и не является их селективным маркером.

Получение специфических антител к гепарину позволило проводить иммуногистохимические исследования данного компонента гранул тучных клеток. С помощью этого метода достоверно показано, что гепарин содержится не во всех, а только в соединительнотканных мастоцитах [120, 158], поэтому иммуногистохимия на гепарин может использоваться для установления типа тучных клеток [158]. Однако данный метод значительно более трудоемкий и дорогой, чем общепринятые гистохимические методы выявления гепарина.

Для визуализации тучных клеток предлагалась и иммуногистохимическая реакция на рецептор фактора роста эндотелия сосудов-1 (VEGFR-1) [159]. Однако данные о наличии этого рецептора на тучных клетках немногочисленны, а частота встречаемости его на мастоцитах неизвестна. В то же время установлено, что VEGFR-1 выявляется в эндотелиальных клетках сосудов, эпителиальных клетках матки и бронхов, пневмоцитах 2-го типа, цитотрофобласте, интерстициальных клетках семенников, Т-лимфоцитах, моноцитах, клетках микроглии и астроглии и некоторых других [160–163]. Кроме того, VEGFR-1 интенсивно экспрессируется в опухолевых клетках разной локализации, что предлагается использовать в диагностических и терапевтических целях [164, 165]. Вследствие этого нет оснований считать данный рецептор достаточно селективным маркером для надежной идентификации тучных клеток.

Среди технических приемов, которые используются для непосредственной визуализации тучных клеток у животных и человека, наиболее распространенным и простым является микроскопия окрашенных препаратов в проходящем свете видимого диапазона. Менее распространены флуоресцентная микроскопия и электронная микроскопия. Наиболее информативным подходом, позволяющим получить максимум сведений о структуре и функциональном состоянии отдельных тучных клеток, является использование флуоресцентной иммуногистохимии в сочетании с многомаркерной конфокальной микроскопией [154, 166–168].

Заключение

Результаты критического анализа всего комплекса методов и гистотехнологических приемов, используемых для визуализации тучных клеток в биомедицинских исследованиях и клинической диагностике, можно представить в виде таблицы (табл. 2), из которой следует, что наиболее часто в качестве маркеров тучных клеток человека используются гисто- и иммуногистохимические реакции на 10 компонентов, характерных для тучных клеток и ограниченного числа других клеточных элементов.

Таблица 2. Маркеры тучных клеток человека и методы их выявления

Часть методов, которые используются для визуализации тучных клеток у человека, могут успешно применяться и для выявления тучных клеток лабораторных животных, что необходимо при создании адекватных биологических моделей заболеваний человека, протекающих с развитием воспалительной реакции. К сожалению, наиболее специфичные методы, основанные на использовании иммуногистохимических реакций на триптазу и химазу тучных клеток человека, не могут быть применены для выявления тучных клеток у животных. Это связано как с различиями наборов ферментов тучных клеток у разных видов млекопитающих и человека, так и с низкой степенью гомологии генов, кодирующих изучаемые белки, что ведет к необходимости использования разных наборов видоспецифичных антител.

Большое значение для гистохимического и иммуногистохимического выявления тучных клеток имеет правильная фиксация биологического материала. Мастоциты, особенно мукозные, лучше окрашиваются анилиновыми красителями после использования фиксирующей жидкости Карнуа и фиксаторов, содержащих соли таких металлов, как свинец и цинк. Для иммуногистохимического выявления тучных клеток пригодна непродолжительная фиксация материала в формалине, но наилучшие результаты могут быть получены при использовании цинксодержащих фиксирующих растворов.

Наиболее важным технологическим подходом является применение флуоресцентных методов иммуногистохимии и многомаркерного анализа в сочетании с конфокальной микроскопией. Из нерешенных проблем визуализации тучных клеток можно отметить отсутствие четко стандартизированных подходов для надежного их выявления у разных видов лабораторных животных, что может вносить элемент неопределенности при анализе результатов экспериментальных исследований.

Вклад авторов. Все авторы принимали равное участие в написании статьи.

Финансирование исследования. Работа финансировалась из средств государственного задания Института экспериментальной медицины.

Конфликт интересов. Конфликты интересов, связанные с данным исследованием, отсутствуют.

Литература

Elieh Ali Komi D., Wohrl S., Bielory L. Mast cell biology at molecular level: a comprehensive review. Clin Rev Allergy Immunol 2020; 58(3): 342–365, https://doi.org/10.1007/s12016-019-08769-2.
Metz M., Maurer M. Mast cells — key effector cells in immune responses. Trends Immunol 2007; 28: 234–241, https://doi.org/10.1016/j.it.2007.03.003.
Piliponsky A.M., Acharya M., Shubin N.J. Mast cells in viral, bacterial, and fungal infection immunity. Int J Mol Sci 2019; 20(12): 2851, https://doi.org/10.3390/ijms20122851.
Krystel-Whittemore M., Dileepan K.N., Wood J.G. Mast cell: a multi-functional master cell. Front Immunol 2016; 6: 620, https://doi.org/10.3389/fimmu.2015.00620.
Olivera A., Beaven M.A., Metcalfe D.D. Mast cells signal their importance in health and disease. J Allergy Clin Immunol 2018; 142(2): 381–393, https://doi.org/10.1016/j.jaci.2018.01.034.
Metcalfe D.D. Mast cells and mastocytosis. Blood 2008; 112(4): 946–956, https://doi.org/10.1182/blood-2007-11-078097.
Rivellese F., Nerviani A., Rossi F.W., Marone G., Matucci-Cerinic M., de Paulis A., Pitzalis C. Mast cells in rheumatoid arthritis: friends or foes? Autoimmun Rev 2017; 16(6): 557–563, https://doi.org/10.1016/j.autrev.2017.04.001.
da Silva E.Z., Jamur M.C., Oliver C. Mast cell function: a new vision of an old cell. J Histochem Cytochem 2014; 62(10): 698–738, https://doi.org/10.1369/0022155414545334.
Varricchi G., de Paulis A., Marone G., Galli S.J. Future needs in mast cell biology. Int J Mol Sci 2019; 20(18): 4397, https://doi.org/10.3390/ijms20184397.
Кутукова Н.А., Назаров П.Г. Tучные клетки: роль в воспалении, восстановлении тканей и развитии фиброза. Цитокины и воспаление 2014; 13(2): 11–20.
Binda M.M., Donnez J., Dolmans M.M. Targeting mast cells: a new way to treat endometriosis. Expert Opin Ther Targets 2017; 21(1): 67–75, https://doi.org/10.1080/14728222.2017.1260548.
Aller M.A., Arias A., Arias J.I., Arias J. Carcinogenesis: the cancer cell-mast cell connection. Inflamm Res 2019; 68(2): 103–116, https://doi.org/10.1007/s00011-018-1201-4.
Jones M.K., Nair A.A., Gupta M. Mast cells in neurodegenerative disease. Front Cell Neurosci 2019; 13: 171, https://doi.org/10.3389/fncel.2019.00171.
Girolamo F., Coppola C., Ribatti D. Immunoregulatory effect of mast cells influenced by microbes in neurodegenerative diseases. Brain Behav Immun 2017; 65: 68–89, https://doi.org/10.1016/j.bbi.2017.06.017.
Kempuraj D., Thangavel R., Selvakumar G.P., Zaheer S., Ahmed M.E., Raikwar S.P., Zahoor H., Saeed D., Natteru P.A., Iyer S., Zaheer A. Brain and peripheral atypical inflammatory mediators potentiate neuroinflammation and neurodegeneration. Front Cell Neurosci 2017; 11: 216, https://doi.org/10.3389/fncel.2017.00216.
Быков В.Л. Секреторные механизмы и секреторные продукты тучных клеток. Морфология 1999; 115(2): 64–72.
Mukai K., Tsai M., Saito H., Galli S.J. Mast cells as sources of cytokines, chemokines, and growth factors. Immunol Rev 2018; 282(1): 121–150, https://doi.org/10.1111/imr.12634.
Wernersson S., Pejler G. Mast cell secretory granules: armed for battle. Nat Rev Immunol 2014; 14(7): 478–494, https://doi.org/10.1038/nri3690.
Frossi B., Mion F., Sibilano R., Danelli L., Pucillo C.E.M. Is it time for a new classification of mast cells? What do we know about mast cell heterogeneity? Immun Rev 2018; 282(1): 35–46, https://doi.org/10.1111/imr.12636.
Enerbäck L. Mast cells in rat gastrointestinal mucosa. I. Effects of fixation. Acta Pathol Microbiol Scand 1966; 66(3): 289–302, https://doi.org/10.1111/apm.1966.66.3.289.
Enerbäck L. Mast cells in rat gastrointestinal mucosa. 2. Dye-binding and metachromatic properties. Acta Pathol Microbiol Scand 1966; 66(3): 303–312, https://doi.org/10.1111/apm.1966.66.3.303.
Féger F., Varadaradjalou S., Gao Z., Abraham S.N., Arock M. The role of mast cells in host defense and their subversion by bacterial pathogens. Trends Immunol 2002; 23(3): 151–158, https://doi.org/10.1016/s1471-4906(01)02156-1.
Church M.K., Levi-Schaffer F. The human mast cell. J Allergy Clin Immunol 1997; 99(2): 155–160, https://doi.org/10.1016/s0091-6749(97)70089-7.
Dvorak A.M. Ultrastructural studies of human basophils and mast cells. J Histochem Cytochem 2005; 53(9): 1043–1070, https://doi.org/10.1369/jhc.5R6647.2005.
Humphries D.E., Wong G.W., Friend D.S., Gurish M.F., Qiu W.T., Huang C., Sharpe A.H., Stevens R.L. Heparin is essential for the storage of specific granule proteases in mast cells. Nature 1999; 400(6746): 769–772, https://doi.org/10.1038/23481.
Гусельникова В.В., Бекоева С.А., Коржевская В.Ф., Фёдорова Е.А., Коржевский Д.Э. Гистохимическая и иммуногистохимическая идентификация тучных клеток миокарда человека. Морфология 2015; 147(1): 80–86.
Фёдорова Е.А., Григорьев И.П., Сырцова М.А., Суфиева Д.А., Новикова А.Д., Коржевский Д.Э. Выявление морфологических признаков дегрануляции тучных клеток сосудистого сплетения головного мозга человека с использованием различных методов окраски и иммуногистохимии. Морфология 2018; 153(2): 70–75.
Fedorova E.A., Sufieva D.A., Grigorev I.P., Korzhevskii D.E. Mast cells of the human pineal gland. Adv Gerontol 2019; 9(1): 62–66, https://doi.org/10.1134/s2079057019010053.
Atiakshin D., Samoilova V., Buchwalow I., Boecker W., Tiemann M. Characterization of mast cell populations using different methods for their identification. Histochem Cell Biol 2017; 147(6): 683–694, https://doi.org/10.1007/s00418-017-1547-7.
Beil W.J., Schulz M., McEuen A.R., Buckley M.G., Walls A.F. Number, fixation properties, dye-binding and protease expression of duodenal mast cells: comparisons between healthy subjects and patients with gastritis or Crohn’s disease. Histochem J 1997; 29(10): 759–773, https://doi.org/10.1023/a:1026421303260.
Buckley M., Walls A.F. Identification of mast cells and mast cell subpopulations. Methods Mol Med 2008; 138: 285–297, https://doi.org/10.1007/978-1-59745-366-0_24.
Wingren U., Enerbäck L. Mucosal mast cells of the rat intestine: a re-evaluation of fixation and staining properties, with special reference to protein blocking and solubility of the granular glycosaminoglycan. Histochem J 1983; 15(6): 571–582, https://doi.org/10.1007/bf01954148.
Welle M. Development, significance, and heterogeneity of mast cells with particular regard to the mast cell-specific proteases chymase and tryptase. J Leukoc Biol 1997; 61(3): 233–245, https://doi.org/10.1002/jlb.61.3.233.
Luna L.G. Histopathologic methods and color atlas of special stains and tissue artifacts. Gaithersburg, MD: American Histolabs Inc., Publishing Division; 1992; p. 311–312.
Hamouzova P., Cizek P., Bartoskova A., Novotny R. Different fixative solutions in the detection of mast cells in the canine and feline reproductive organs. Folia Morphol (Warsz) 2020; 79(2): 265–271, https://doi.org/10.5603/fm.a2019.0097.
Kolset S.O., Prydz K., Pejler G. Intracellular proteoglycans. Biochem J 2004; 379(2): 217–227, https://doi.org/10.1042/bj20031230.
Duelli A., Rönnberg E., Waern I., Ringvall M., Kolset S.O., Pejler G. Mast cell differentiation and activation is closely linked to expression of genes coding for the serglycin proteoglycan core protein and a distinct set of chondroitin sulfate and heparin sulfotransferases. J Immunol 2009; 183(11): 7073–7083, https://doi.org/10.4049/jimmunol.0900309.
Frangogiannis N.G., Burns A.R., Michael L.H., Entman M.L. Histochemical and morphological characteristics of canine cardiac mast cells. Histochem J 1999; 31(4): 221–229, https://doi.org/10.1023/a:1003541332070.
Matsson L. Presence of mast cells in various oral mucosal sites in juvenile and adult rats. Scand J Dent Res 1993; 101(5): 292–298, https://doi.org/10.1111/j.1600-0722.1993.tb01123.x.
Broome M., Villarreal B. Differential staining of mast cells with toluidine blue. J Histotechnol 2012; 35(1): 27–30, https://doi.org/10.1179/2046023611y.0000000006.
Xu L.R., Carr M.M., Bland A.P., Hall G.A. Histochemistry and morphology of porcine mast cells. Histochem J 1993; 25(7): 516–522, https://doi.org/10.1007/bf00159288.
Valchanov K.P., Proctor G.B., Hartley R.H., Paterson K.L., Shori D.K. Enzyme histochemistry of rat mast cell tryptase. Histochem J 1998; 30(2): 97–103, https://doi.org/10.1023/a:1003231000051.
Ghanem N.S., Assem E.S.K., Leung K.B.P., Pearce F.L. Guinea pig mast cells: comparative study on morphology, fixation and staining properties. Int Arch Allergy Appl Immunol 1988; 85(3): 351–357, https://doi.org/10.1159/000234531.
Markey A.C., Churchill L.J., MacDonald D.M. Human cutaneous mast cells — a study of fixative and staining reactions in normal skin. Br J Dermatol 1989; 120(5): 625–631, https://doi.org/10.1111/j.1365-2133.1989.tb01347.x.
Bandara G., Metcalfe D.D., Kirshenbaum A.S. Growth of human mast cells from bone marrow and peripheral blood-derived CD34+ pluripotent hematopoietic cells. Methods Mol Biol 2015; 1220: 155–162, https://doi.org/10.1007/978-1-4939-1568-2_10.
Grigorev I.P., Korzhevskii D.E. Current technologies for fixation of biological material for immunohistochemical analysis (review). Sovremennye tehnologii v medicine 2018; 10(2): 156–165, https://doi.org/10.17691/stm2018.10.2.19.
Gusel’nikova V.V., Sukhorukova E.G., Fedorova E.A., Polevshchikov A.V., Korzhevskiĭ D.E. A method for the simultaneous detection of mast cells and nerve terminals in the thymus in laboratory mammals. Neurosci Behav Physiol 2015; 45(4): 371–374, https://doi.org/10.1007/s11055-015-0084-x.
Коржевский Д.Э., Григорьев И.П., Отеллин В.А. Применение обезвоживающих фиксаторов, содержащих соли цинка, в нейрогистологических исследованиях. Морфология 2006; 129(1): 85–86.
Korzhevskii D.E., Sukhorukova E.G., Gilerovich E.G., Petrova E.S., Kirik O.V., Grigor’ev I.P. Advantages and disadvantages of zinc-ethanol-formaldehyde as a fixative for immunocytochemical studies and confocal laser microscopy. Neurosci Behav Physiol 2014; 44(5): 542–545, https://doi.org/10.1007/s11055-014-9948-8.
Петрова Е.С., Колос Е.А., Чумасов Е.И. Исследование тучных клеток в поджелудочной железе молодых и стареющих крыс. Международный вестник ветеринарии 2018; 1: 54–59.
Сергеева Е.С., Гусельникова В.В., Ермолаева Л.А., Беликов А.В., Федотов Д.Ю., Суфиева Д.А., Семяшкина Ю.В., Антропова М.М., Коржевский Д.Э. Участие миофибробластов и тучных клеток в процессе восстановления слизистой оболочки ротовой полости после лазерного фракционного воздействия. Журнал анатомии и гистопатологии 2019; 8(1): 59–67, https://doi.org/10.18499/2225-7357-2019-8-1-59-67.
Rieger J., Twardziok S., Huenigen H., Hirschberg R.M., Plendl J. Porcine intestinal mast cells. Evaluation of different fixatives for histochemical staining techniques considering tissue shrinkage. Eur J Histochem 2013; 57(3): e21, https://doi.org/10.4081/ejh.2013.e21.
Leclere M., Desnoyers M., Beauchamp G., Lavoie J.P. Comparison of four staining methods for detection of mast cells in equine bronchoalveolar lavage fluid. J Vet Intern Med 2006; 20(2): 377–381, https://doi.org/10.1892/0891-6640(2006)20[377:cofsmf]2.0.co;2.
Enerbäck L. Berberine sulphate binding to mast cell polyanions: a cytofluorometric method for the quantitation of heparin. Histochemistry 1974; 42(4): 301–313, https://doi.org/10.1007/bf00492678.
Chen X.J., Enerbäck L. Immature peritoneal mast cells in neonatal rats express the CTMC phenotype, as well as functional IgE receptors. APMIS 1999; 107(10): 957–965, https://doi.org/10.1111/j.1699-0463.1999.tb01497.x.
Feyerabend T.B., Hausser H., Tietz A., Blum C., Hellman L., Straus A.H., Takahashi H.K., Morgan E.S., Dvorak A.M., Fehling H.J., Rodewald H.R. Loss of histochemical identity in mast cells lacking carboxypeptidase A. Mol Cell Biol 2005; 25(14): 6199–6210, https://doi.org/10.1128/mcb.25.14.6199-6210.2005.
Galli S.J. New insights into “the riddle of the mast cells”: microenvironmental regulation of mast cell development and phenotypic heterogeneity. Lab Invest 1990; 62(1): 5–33.
Janicki J.S., Brower G.L., Levick S.P. The emerging prominence of the cardiac mast cell as a potent mediator of adverse myocardial remodeling. Methods Mol Biol 2015; 1220: 121–139, https://doi.org/10.1007/978-1-4939-1568-2_8.
Becker A.B., Chung K.F., McDonald D.M., Lazarus S.C., Frick O.L., Gold W.M. Mast cell heterogeneity in dog skin. Anat Rec 1985; 213(4): 477–531, https://doi.org/10.1002/ar.1092130402.
Ворончихин П.А., Сырцова М.А., Талантов С.В., Ерохина И.Л., Коржевский Д.Э., Сухорукова Е.Г., Оковитый С.В., Куликов А.В. Влияние метопролола и бисопролола на течение экспериментальной бронхиальной астмы. Биомедицина 2013; 1(2): 42–51.
Yang B., Yu S., Cui Y., He J., Jin X., Wang R. Morphological analysis of the lung of neonatal yak. Anat Histol Embryol 2010; 39(2): 138–151, https://doi.org/10.1111/j.1439-0264.2009.00988.x.
Коржевский Д.Э., Сухорукова Е.Г. Гистохимические методы окрашивания гистологических препаратов. В кн.: Коржевский Д.Э., Гилерович Е.Г., Кирик О.В., Сухорукова Е.Г., Григорьев И.П. Морфологическая диагностика. Подготовка материала для гистологического исследования и электронной микроскопии. СПб: СпецЛит; 2013; с. 85–96.
Blaies D.M., Williams J.F. A simplified method for staining mast cells with astra blue. Stain Technol 1981; 56(2): 91–94, https://doi.org/10.3109/10520298109067288.
Sharma R., Saxena S. Comparative study of the presence of mast cells in periapical granulomas and periapical cysts by toluidine blue and astra blue: possible role of mast cells in the course of human periapical lesions. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2004; 97(1): 59–63, https://doi.org/10.1016/s1079-2104(03)00378-0.
Атякшин Д.А., Бурцева А.С., Соколов Д.А. Оценка эффективности выявления тучных клеток в тощей кишке монгольских песчанок с помощью гистохимических методик. Журнал анатомии и гистопатологии 2016; 5(4): 85–89, https://doi.org/10.18499/2225-7357-2016-5-4-85-89.
Атякшин Д.А., Герасимова О.А., Мешкова В.Ю., Самодурова Н.Ю., Самойленко Т.В., Шишкина В.В. Новый гистохимический подход для оценки экспрессии триптазы в популяции тучных клеток. Журнал анатомии и гистопатологии 2020; 9(3): 94–101, https://doi.org/10.18499/2225-7357-2020-9-3-94-101.
Mutsaddi S., Kotrashetti V.S., Nayak R.S., Pattanshetty S.M. Comparison of histochemical staining techniques for detecting mast cells in oral lesions. Biotech Histochem 2019; 94(6): 459–468, https://doi.org/10.1080/10520295.2019.1597986.
Al-Zghoul M.B., Al-Rukibat R.K., Alghadi M., Caceci T., Bani Ismail Z. Distribution and density of mast cells in camel small intestine and influence of fixation techniques. Eur J Histochem 2008; 52(4): 237–241, https://doi.org/10.4081/1222.
Matin R., Tam E.K., Nadel J.A., Caughey G.H. Distribution of chymase-containing mast cells in human bronchi. J Histochem Cytochem 1992; 40(6): 781–786, https://doi.org/10.1177/40.6.1588024.
Kube P., Audigé L., Küther K., Welle M. Distribution, density and heterogeneity of canine mast cells and influence of fixation techniques. Histochem Cell Biol 1998; 110(2): 129–135, https://doi.org/10.1007/s004180050274.
Simoes J.P.C., Schoning P., Butine M. Prognosis of canine mast cell tumors: a comparison of three methods. Vet Pathol 1994; 31(6): 637–647, https://doi.org/10.1177/030098589403100602.
Menétrey D., Dubayle D. A one-step dual-labeling method for antigen detection in mast cells. Histochem Cell Biol 2003; 120(5): 435–442, https://doi.org/10.1007/s00418-003-0581-9.
Takahashi N., Tarumi W., Hamada N., Ishizuka B., Itoh M.T. Cresyl violet stains mast cells selectively: its application to counterstaining in immunohistochemistry. Zoolog Sci 2017; 34(2): 147–150, https://doi.org/10.2108/zs160162.
Joseph S., Das S., Chand R., Roopa R., Thomas I.M. Comparison of toluidine blue vs thionin for mast cells in rat mesentery using Carnoy’s fixative. J Anat Soc India 2003; 52(2): 166–167.
Zhou Y., Pan P., Yao L., Su M., He P., Niu N., McNutt M.A., Gu J. CD117-positive cells of the heart: progenitor cells or mast cells? J Histochem Cytochem 2010; 58(4): 309–316, https://doi.org/10.1369/jhc.2009.955146.
Атякшин Д.А. Гистохимические подходы к оценке участия в регуляции состояния волокнистого компонента межклеточного матрикса соединительной ткани кожи. Журнал анатомии и гистопатологии 2018; 7(3): 100–112, https://doi.org/10.18499/2225-7357-2018-7-3-100-112.
Hals E. Some methods for fluorochromation and staining of rat mast cells with basic dyes. Eur J Oral Sci 1970; 78(1–4): 301–310, https://doi.org/10.1111/j.1600-0722.1970.tb02077.x.
Abdalkhani A., Sellers R., Gent J., Wulitich H., Childress S., Stein B., Boissy R.E., Wysolmerski J.J., Foley J. Nipple connective tissue and its development: insights from the K14-PTHrP mouse. Mech Dev 2002; 115(1–2): 63–77, https://doi.org/10.1016/s0925-4773(02)00092-8.
Шубич М.Г. Новая методика элективного окрашивания тучных клеток. Бюллетень экспериментальной биологии и медицины 1958; 46(12): 110.
Atanasova D., Dandov A., Kirov T., Lazarov N. Mast cells in the rat carotid body. Acta Morphol Anthropol 2018; 25(1–2): 11–15.
Spatz M. Bismarck brown as a selective stain for mast cells. Am J Clin Pathol 1960; 34(3): 285–287, https://doi.org/10.1093/ajcp/34.3_ts.285.
Florenzano F., Bentivoglio M. Degranulation, density, and distribution of mast cells in the rat thalamus: a light and electron microscopic study in basal conditions and after intracerebroventricular administration of nerve growth factor. J Comp Neurol 2000; 424(4): 651–669, https://doi.org/10.1002/1096-9861(20000904)424:4651::aid-cne73.0.co;2-g.
Krüger P.G., Bø L., Myhr K.M., Karlsen Å.E., Taule A., Nyland H.I., Mørk S. Mast cells and multiple sclerosis: a light and electron microscopic study of mast cells in multiple sclerosis emphasizing staining procedures. Acta Neurol Scand 1990; 81(1): 31–36, https://doi.org/10.1111/j.1600-0404.1990.tb00927.x.
Tomasi V.H., Orrea S.C., Raimondi A.R., Itoiz M.E. A new technique for staining mast cells using ferroin. Biotech Histochem 2003; 78(5): 255–259, https://doi.org/10.1080/10520290310501630458.
Shukla S.A., Veerappan R., Whittimore J.S., Ellen Miller L., Youngberg G.A. Mast cell ultrastructure and staining in tissue. Methods Mol Biol 2006; 315: 63–76, https://doi.org/10.1385/1-59259-967-2:063.
Reber L.L., Sibilano R., Starkl P., Roers A., Grimbaldeston M.A., Tsai M., Gaudenzio N., Galli S.J. Imaging protective mast cells in living mice during severe contact hypersensitivity. JCI Insight 2017; 2(9): e92900, https://doi.org/10.1172/jci.insight.92900.
Rozniecki J.J., Dimitriadou V., Lambracht-Hall M., Pang X., Theoharides T.C. Morphological and functional demonstration of rat dura mater mast cell–neuron interactions in vitro and in vivo. Brain Res 1999; 849(1–2): 1–15, https://doi.org/10.1016/s0006-8993(99)01855-7.
Stefanov I.S., Vodenicharov A.P., Tsandev N.S., Sevrieva D. Histochemical study of heparin-positive mast cells in the terminal part of porcine ductus choledochus and papilla duodeni major. Anat Histol Embryol 2015; 45(5): 386–391, https://doi.org/10.1111/ahe.12207.
Vodenicharov A., Tsandev N., Kostadinov G., Stefanov I. Comparative study of heparin- and toluidine blue positive mast cells in porcine lumbar spinal ganglia. Bulg J Vet Med 2018; 21(4): 391–396, https://doi.org/10.15547/bjvm.1090.
Harem M.K., Liman N. Histochemical method for demonstrating quail mast cell types simultaneously. Biotech Histochem 2009; 84(6): 275–282, https://doi.org/10.3109/10520290902991394.
Kett W.C., Osmond R.I., Moe L., Skett S.E., Kinnear B.F., Coombe D.R. Avidin is a heparin-binding protein. Affinity, specificity and structural analysis. Biochim Biophys Acta 2003; 1620(1–3): 225–234, https://doi.org/10.1016/s0304-4165(02)00539-1.
Zhang Y., Ramos B.F., Jakschik B.A. Augmentation of reverse arthus reaction by mast cells in mice. J Clin Invest 1991; 88(3): 841–846, https://doi.org/10.1172/jci115385.
Folkerts J., Gaudenzio N., Maurer M., Hendriks R.W., Stadhouders R., Tam S.Y., Galli S.J. Rapid identification of human mast cell degranulation regulators using functional genomics coupled to high-resolution confocal microscopy. Nat Protoc 2020; 15(3): 1285–1310, https://doi.org/10.1038/s41596-019-0288-6.
Joulia R., L’Faqihi F.E., Valitutti S., Espinosa E. IL-33 fine tunes mast cell degranulation and chemokine production at the single-cell level. J Allergy Clin Immunol 2017; 140(2): 497-509.E10, https://doi.org/10.1016/j.jaci.2016.09.049.
Weidner N., Austen K.F. Heterogeneity of mast cells at multiple body sites. Fluorescent determination of avidin binding and immunofluorescent determination of chymase, tryptase, and carboxypeptidase content. Pathol Res Pract 1993; 189(2): 156–162, https://doi.org/10.1016/s0344-0338(11)80086-5.
Jones C.J.P., Mosley S.M., Jeffrey I.J.M., Stoddart R.W. Elimination of the non-specific binding of avidin to tissue sections. Histochem J 1987; 19(5): 264–268, https://doi.org/10.1007/bf01675685.
Spirkoski J., Melo F.R., Grujic M., Calounova G., Lundequist A., Wernersson S., Pejler G. Mast cell apoptosis induced by siramesine, a sigma-2 receptor agonist. Biochem Pharmacol 2012; 84(12): 1671–1680, https://doi.org/10.1016/j.bcp.2012.09.028.
Ivanova S., Repnik U., Bojic L., Petelin A., Turk V., Turk B. Lysosomes in apoptosis. Methods Enzymol 2008; 442: 183–199, https://doi.org/10.1016/s0076-6879(08)01409-2.
Williams R.M., Webb W.W. Single granule pH cycling in antigen-induced mast cell secretion. J Cell Sci 2000; 113 Pt 21: 3839–3850.
Pejler G., Rönnberg E., Waern I., Wernersson S. Mast cell proteases: multifaceted regulators of inflammatory disease. Blood 2010; 115(24): 4981–4990, https://doi.org/10.1182/blood-2010-01-257287.
Irani A.M., Schwartz L.B. Mast cell heterogeneity. Clin Exp Allergy 1989; 19(2): 143–155, https://doi.org/10.1111/j.1365-2222.1989.tb02357.x.
Miller H.R.P., Pemberton A.D. Tissue-specific expression of mast cell granule serine proteinases and their role in inflammation in the lung and gut. Immunology 2002; 105(4): 375–390, https://doi.org/10.1046/j.1365-2567.2002.01375.x.
Lützelschwab C., Pejler G., Aveskogh M., Hellman L. Secretory granule proteases in rat mast cells. Cloning of 10 different serine proteases and a carboxypeptidase A from various rat mast cell populations. J Exp Med 1997; 185(1): 13–29, https://doi.org/10.1084/jem.185.1.13.
Thorpe M., Fu Z., Albat E., Akula S., de Garavilla L., Kervinen J., Hellman L. Extended cleavage specificities of mast cell proteases 1 and 2 from golden hamster: сlassical chymase and an elastolytic protease comparable to rat and mouse MCP-5. PLoS One 2018; 13(12): e0207826, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0207826.
Zhongwei Y., Akula S., Fu Z., de Garavilla L., Kervinen J., Thorpe M., Hellman L. Extended cleavage specificities of rabbit and guinea pig mast cell chymases: two highly specific Leu-ases. Int J Mol Sci 2019; 20(24): 6340, https://doi.org/10.3390/ijms20246340.
Huntley J.F., Newlands G.F., Gibson S., Ferguson A., Miller H.R. Histochemical demonstration of chymotrypsin like serine esterases in mucosal mast cells in four species including man. J Clin Pathol 1985; 38(4): 375–384, https://doi.org/10.1136/jcp.38.4.375.
Farrugia B.L., Whitelock J.M., O’Grady R., Caterson B., Lord M.S. Mast cells produce a unique chondroitin sulfate epitope. J Histochem Cytochem 2016; 64(2): 85–98, https://doi.org/10.1369/0022155415620649.
Wolters P.J., Pham C.T., Muilenburg D.J., Ley T.J., Caughey G.H. Dipeptidyl peptidase I is essential for activation of mast cell chymases, but not tryptases, in mice. J Biol Chem 2001; 276(21): 18551–18556, https://doi.org/10.1074/jbc.m100223200.
Noviana D., Kono F., Nagakui Y., Shimizu H., Mamba K., Makimura S., Horii Y. Distribution and enzyme histochemical characterisation of mast cells in cats. Histochem J 2001; 33(11–12): 597–603, https://doi.org/10.1023/a:1016324515108.
Algermissen B., Bauer F., Schadendorf D., Kropp J.D., Czarnetzki B.M. Analysis of mast cell subpopulations (MCT, MCTC) in cutaneous inflammation using novel enzyme-histochemical staining techniques. Exp Dermatol 1994; 3(6): 290–297, https://doi.org/10.1111/j.1600-0625.1994.tb00291.x.
Buckley M.G., McEuen A.R., Walls A.F. The detection of mast cell subpopulations in formalin-fixed human tissues using a new monoclonal antibody specific for chymase. J Pathol 1999; 189(1): 138–143, https://doi.org/10.1002/(sici)1096-9896(199909)189:1138::aid-path4003.0.co;2-h.
Атякшин Д.А., Аралова М.В., Глухов А.А. Молекулярно-биологические особенности секретома тучных клеток кожи нижних конечностей при формировании трофических язв различной этиологии. Журнал анатомии и гистопатологии 2019; 8(1): 14–24, https://doi.org/10.18499/2225-7357-2019-8-1-14-24.
Енькова Е.В., Атякшин Д.А., Гайская О.В., Хоперская О.В. Оценка популяции тучных клеток децидуальной ткани и статуса витамина D у женщин с неразвивающейся беременностью в эмбриональном периоде. Вестник новых медицинских технологий 2018; 25(3): 21–27, https://doi.org/10.24411/1609-2163-2018-16141.
Yamada M., Ueda M., Naruko T., Tanabe S., Han Y.S., Ikura Y., Ogami M., Takai S., Miyazaki M. Mast cell chymase expression and mast cell phenotypes in human rejected kidneys. Kidney Int 2001; 59(4): 1374–1381, https://doi.org/10.1046/j.1523-1755.2001.0590041374.x.
Yao L., Baltatzis S., Zafirakis P., Livir-Rallatos C., Voudouri A., Markomichelakis N., Zhao T., Foster C.S. Human mast cell subtypes in conjunctiva of patients with atopic keratoconjunctivitis, ocular cicatricial pemphigoid and Stevens–Johnson syndrome. Ocul Immunol Inflamm 2003; 11(3): 211–222, https://doi.org/10.1076/ocii.11.3.211.17353.
Beil W.J., Pammer J. In situ detection of the mast cell proteases chymase and tryptase in human lung tissue using light and electron microscopy. Histochem Cell Biol 2001; 116(6): 483–493, https://doi.org/10.1007/s00418-001-0339-1.
Solari V., Unemoto K., Piaseczna Piotrowska A., Puri P. Increased expression of mast cells in reflux nephropathy. Pediat Nephrol 2004; 19(2): 157–163, https://doi.org/10.1007/s00467-003-1323-x.
Walls A.F., Amalinei C. Detection of mast cells and basophils by immunohistochemistry. Methods Mol Biol 2020; 2163: 263–280, https://doi.org/10.1007/978-1-0716-0696-4_22.
Grandi D., Massi M., Morini G. Long-term peripheral infusion of nociceptin/orphanin FQ promotes hyperplasia, activation and migration of mucosal mast cells in the rat gastric fundus. Peptides 2011; 32(4): 729–736, https://doi.org/10.1016/j.peptides.2011.01.012.
Korkmaz O.T., Tunçel N., Tunçel M., Oncü E.M., Şahintürk V., Çelik M. Vasoactive intestinal peptide (VIP) treatment of Parkinsonian rats increases thalamic gamma-aminobutyric acid (GABA) levels and alters the release of nerve growth factor (NGF) by mast cells. J Mol Neurosci 2010; 41(2): 278–287, https://doi.org/10.1007/s12031-009-9307-3.
Lennartsson J., Rönnstrand L. Stem cell factor receptor/c-Kit: from basic science to clinical implications. Physiol Rev 2012; 92(4): 1619–1649, https://doi.org/10.1152/physrev.00046.2011.
Patel N., Mohammadi A., Rhatigan R. A comparative analysis of mast cell quantification in five common dermatoses: lichen simplex chronicus, psoriasis, lichen planus, lupus, and insect bite/allergic contact dermatitis/nummular dermatitis. ISRN Dermatol 2012; 2012: 759630, https://doi.org/10.5402/2012/759630.
Kotov G., Landzhov B., Stamenov N., Stanchev S., Iliev A. Changes in the number of mast cells, expression of fibroblast growth factor-2 and extent of interstitial fibrosis in established and advanced hypertensive heart disease. Ann Anat 2020; 232: 151564, https://doi.org/10.1016/j.aanat.2020.151564.
Атякшин Д.А., Никитюк Д.Б., Клочкова С.В., Алексеева Н.Т., Бурцева А.С. Участие тучных клеток в адаптации желудка монгольских песчанок к гравитационному фактору. Журнал анатомии и гистопатологии 2018; 7(1): 14–26, https://doi.org/10.18499/2225-7357-2018-7-1-14-26.
Qi J.C., Li L., Li Y., Moore K., Madigan M.C., Katsoulotos G., Krilis S.A. An antibody raised against in vitro-derived human mast cells identifies mature mast cells and a population of cells that are FcɛRI+, tryptase–, and chymase– in a variety of human tissues. J Histochem Cytochem 2003; 51(5): 643–653, https://doi.org/10.1177/002215540305100510.
Arber D.A., Tamayo R., Weiss L.M. Paraffin section detection of the c-kit gene product (CD117) in human tissues: value in the diagnosis of mast cell disorders. Hum Pathol 1998; 29(5): 498–504, https://doi.org/10.1016/s0046-8177(98)90066-1.
Lammie A., Drobnjak M., Gerald W., Saad A., Cote R., Cordon-Cardo C. Expression of c-kit and kit ligand proteins in normal human tissues. J Histochem Cytochem 1994; 42(11): 1417–1425, https://doi.org/10.1177/42.11.7523489.
Miettinen M., Lasota J. KIT (CD117): a review on expression in normal and neoplastic tissues, and mutations and their clinicopathologic correlation. Appl Immunohistochem Mol Morphol 2005; 13(3): 205–220, https://doi.org/10.1097/01.pai.0000173054.83414.22.
Ribatti D. The staining of mast cells: a historical overview. Int Arch Allergy Immunol 2018; 176(1): 55–60, https://doi.org/10.1159/000487538.
Medinger M., Kleinschmidt M., Mross K., Wehmeyer B., Unger C., Schaefer H.E., Weber R., Azemar M. c-kit (CD117) expression in human tumors and its prognostic value: an immunohistochemical analysis. Pathol Oncol Res 2010; 16(3): 295–301, https://doi.org/10.1007/s12253-010-9247-9.
Pilloni L., Bianco P., Difelice E., Cabras S., Castellanos M.E., Atzori L., Ferreli C., Mulas P., Nemolato S., Faa G. The usefulness of c-Kit in the immunohistochemical assessment of melanocytic lesions. Eur J Histochem 2011; 55(2): e20, https://doi.org/10.4081/ejh.2011.e20.
Sailasuta A., Ketpun D., Piyaviriyakul P., Theerawatanasirikul S., Theewasutrakul P., Rungsipipat A. The relevance of CD117-immunocytochemistry staining patterns to mutational exon-11 in c-kit detected by PCR from fine-needle aspirated canine mast cell tumor cells. Vet Med Int 2014; 2014: 787498, https://doi.org/10.1155/2014/787498.
Andersson C.K., Bergqvist A., Mori M., Mauad T., Bjermer L., Erjefält J.S. Mast cell-associated alveolar inflammation in patients with atopic uncontrolled asthma. J Allergy Clin Immunol 2011; 127(4): 905-912.E127, https://doi.org/10.1016/j.jaci.2011.01.022.
Stone K.D., Prussin C., Metcalfe D.D. IgE, mast cells, basophils, and eosinophils. J Allergy Clin Immunol 2010; 125(2 Suppl 2): S73–S80, https://doi.org/10.1016/j.jaci.2009.11.017.
Ying S., Barata L.T., Meng Q., Grant J., Barkans J., Durham S.R., Kay A.B. High-affinity immunoglobulin E receptor (FcεRI)-bearing eosinophils, mast cells, macrophages and Langerhans’ cells in allergen-induced late-phase cutaneous reactions in atopic subjects. Immunology 1998; 93(2): 281–288, https://doi.org/10.1046/j.1365-2567.1998.00418.x.
Johansson O., Virtanen M., Hilliges M., Yang Q. Histamine immunohistochemistry: a new and highly sensitive method for studying cutaneous mast cells. Histochem J 1992; 24(5): 283–287, https://doi.org/10.1007/bf01046843.
Manning K.A., Pienkowski T.P., Uhlrich D.J. Histaminergic and non-histamine-immunoreactive mast cells within the cat lateral geniculate complex examined with light and electron microscopy. Neuroscience 1994; 63(1): 191–206, https://doi.org/10.1016/0306-4522(94)90016-7.
Mallett C.L., Northrup N.C., Saba C.F., Rodriguez C.O., Rassnick K.M., Gieger T.L., Childress M.O., Howerth E.W. Immunohistochemical characterization of feline mast cell tumors. Vet Pathol 2013; 50(1): 106–109, https://doi.org/10.1177/0300985812441032.
Alcañiz L., Vega A., Chacón P., El Bekay R., Ventura I., Aroca R., Blanca M., Bergstralh D.T., Monteseirin J. Histamine production by human neutrophils. FASEB J 2013; 27(7): 2902–2910, https://doi.org/10.1096/fj.12-223867.
Walker A.K., Park W.M., Chuang J.C., Perello M., Sakata I., Osborne-Lawrence S., Zigman J.M. Characterization of gastric and neuronal histaminergic populations using a transgenic mouse model. PLoS One 2013; 8(3): e60276, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0060276.
Stead R.H., Perdue M.H., Blennerhassett M.G., Kakuta Y., Sestini P., Bienenstock J. The innervation of mast cells. In: The neuroendocrine-immune network. Freier S. (editor). Boca Raton: CRC Press; 1990; p. 19–37.
Fernandez N.J., West K.H., Jackson M.L., Kidney B.A. Immunohistochemical and histochemical stains for differentiating canine cutaneous round cell tumors. Vet Pathol 2005; 42(4): 437–445, https://doi.org/10.1354/vp.42-4-437.
Michaloudi H.C., Papadopoulos G.C. Mast cells in the sheep, hedgehog and rat forebrain. J Anat 1999; 195(4): 577–586, https://doi.org/10.1046/j.1469-7580.1999.19540577.x.
Wilhelm M. Neuro-immune interactions in the dove brain. Gen Comp Endocrinol 2011; 172(1): 173–180, https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2011.03.018.
Berger M., Gray J.A., Roth B.L. The expanded biology of serotonin. Annu Rev Med 2009; 60: 355–366, https://doi.org/10.1146/annurev.med.60.042307.110802.
Jiménez-Trejo F., Tapia-Rodríguez M., Queiroz D.B., Padilla P., Avellar M.C., Manzano P.R., Manjarrez-Gutiérrez G., Gutiérrez-Ospina G. Serotonin concentration, synthesis, cell origin, and targets in the rat caput epididymis during sexual maturation and variations associated with adult mating status: morphological and biochemical studies. J Androl 2007; 28(1): 136–149, https://doi.org/10.2164/jandrol.106.000653.
Livermore S., Zhou Y., Pan J., Yeger H., Nurse C.A., Cutz E. Pulmonary neuroepithelial bodies are polymodal airway sensors: evidence for CO2/H+ sensing. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol 2015; 308(8): L807–L815, https://doi.org/10.1152/ajplung.00208.2014.
Pai V.P., Marshall A.M. Intraluminal volume homeostasis: a common sertonergic mechanism among diverse epithelia. Commun Integr Biol 2011; 4(5): 532–537.
Okamoto T., Barton M.J., Hennig G.W., Birch G.C., Grainger N., Corrigan R.D., Koh S.D., Sanders K.M., Smith T.K. Extensive projections of myenteric serotonergic neurons suggest they comprise the central processing unit in the colon. Neurogastroenterol Motil 2014; 26(4): 556–570, https://doi.org/10.1111/nmo.12302.
Okaty B.W., Commons K.G., Dymecki S.M. Embracing diversity in the 5-HT neuronal system. Nat Rev Neurosci 2019; 20(7): 397–424, https://doi.org/10.1038/s41583-019-0151-3.
Pan H.R., Tian M., Xue J.B., Li S.M., Luo X.C., Huang X., Chen Z.H., Huang L. Mammalian taste bud cells utilize extragemmal 5-hydroxy-l-tryptophan to biosynthesize the neurotransmitter serotonin. Front Cell Neurosci 2018; 12: 461, https://doi.org/10.3389/fncel.2018.00461.
Yokoyama T., Misuzu Y.Y., Yamamoto Y. Immunohistochemical localization of tryptophan hydroxylase and serotonin transporter in the carotid body of the rat. Histochem Cell Biol 2012; 140(2): 147–155, https://doi.org/10.1007/s00418-012-1066-5.
Ranzil S., Ellery S., Walker D.W., Vaillancourt C., Alfaidy N., Bonnin A., Borg A., Wallace E.M., Ebeling P.R., Erwich J.J., Murthi P. Disrupted placental serotonin synthetic pathway and increased placental serotonin: potential implications in the pathogenesis of human fetal growth restriction. Placenta 2019; 84: 74–83, https://doi.org/10.1016/j.placenta.2019.05.012.
He W., Wang X.Y., Shi H., Bai W.Z., Cheng B., Su Y.S., Yu X.C., Jing X.H., Zhu B. Cutaneous neurogenic inflammation in the sensitized acupoints induced by gastric mucosal injury in rats. BMC Complement Altern Med 2017; 17(1): 141, https://doi.org/10.1186/s12906-017-1580-z.
Slominski A.T., Kim T.K., Kleszczyński K., Semak I., Janjetovic Z., Sweatman T., Skobowiat C., Steketee J.D., Lin Z., Postlethwaite A., Li W., Reiter R.J., Tobin D.J. Characterization of serotonin and N-acetylserotonin systems in the human epidermis and skin cells. J Pineal Res 2020; 68(2): e12626, https://doi.org/10.1111/jpi.12626.
Maeda T., Miura Y., Fukuda K., Hayashi S., Kurosaka M. Decoy receptor 3 regulates the expression of tryptophan hydroxylase 1 in rheumatoid synovial fibroblasts. Mol Med Rep 2015; 12(4): 5191–5196, https://doi.org/10.3892/mmr.2015.4097.
Ni W., Watts S.W. 5-Hydroxytryptamine in the cardiovascular system: focus on the serotonin transporter (SERT). Clin Exp Pharmacol Physiol 2006; 33(7): 575–583, https://doi.org/10.1111/j.1440-1681.2006.04410.x.
Craig S.S., Irani A.M., Metcalfe D.D., Schwartz L.B. Ultrastructural localization of heparin to human mast cells of the MCTC and MCT types by labeling with antithrombin III-gold. Lab Invest 1993; 69(5): 552–561.
Шурыгина И.А., Шурыгин М.Г. Идентификация тучных клеток в гистологическом препарате. Международный журнал прикладных и фундаментальных исследований 2019; 12(1): 97–100, https://doi.org/10.17513/mjpfi.12961.
Cárdenas-Rivera A., Campero-Romero A.N., Heras-Romero Y., Penagos-Puig A., Rincón-Heredia R., Tovar-Y-Romo L.B. Early post-stroke activation of vascular endothelial growth factor receptor 2 hinders the receptor 1-dependent neuroprotection afforded by the endogenous ligand. Front Cell Neurosci 2019; 13: 270, https://doi.org/10.3389/fncel.2019.00270.
Fehrenbach H., Haase M., Kasper M., Koslowski R., Schuh D., Müller M. Alterations in the immunohistochemical distribution patterns of vascular endothelial growth factor receptors Flk1 and Flt1 in bleomycin-induced rat lung fibrosis. Virchows Arch 1999; 435(1): 20–31, https://doi.org/10.1007/s004280050390.
Leplina O., Smetanenko E., Tikhonova M., Batorov E., Tyrinova T., Pasman N., Ostanin A., Chernykh E. Binding of the placental growth factor to VEGF receptor type 1 modulates human T cell functions. J Leukoc Biol 2020; 108(3): 1013–1024, https://doi.org/10.1002/jlb.2a0420-723rr.
Scarpellini F., Klinger F.G., Rossi G., Sbracia M. Immunohistochemical study on the expression of G-CSF, G-CSFR, VEGF, VEGFR-1, Foxp3 in first trimester trophoblast of recurrent pregnancy loss in pregnancies treated with G-CSF and controls. Int J Mol Sci 2019; 21(1): 285, https://doi.org/10.3390/ijms21010285.
Тырсина Е.Г., Никулицкий С.И., Иншаков А.Н., Рябая О.О. VEGF-R1 как потенциальная молекулярная мишень для противоопухолевой терапии. Доклады Академии наук 2018; 478(2): 236–239, https://doi.org/10.7868/s086956521802024x.
Mason C.A., Carter L.M., Mandleywala K., de Souza Franca P.D., Meyer J.P., Mamun T., Backer J.M., Backer M.V., Reiner T., Lewis J.S. Imaging early-stage metastases using an 18F-labeled VEGFR-1-specific single chain VEGF mutant. Mol Imaging Biol 2021; 23(3): 340–349, https://doi.org/10.1007/s11307-020-01555-z.
Chen L.Z., Kan Y., Zhang Z.Y., Wang Y.L., Zhang X.N., Wang X.Y., He W., Jing X.H. Neuropeptide initiated mast cell activation by transcutaneous electrical acupoint stimulation of acupoint LI4 in rats. Sci Rep 2018; 8(1): 13921, https://doi.org/10.1038/s41598-018-32048-3.
Khalil M., Ronda J., Weintraub M., Jain K., Silver R., Silverman A.J. Brain mast cell relationship to neurovasculature during development. Brain Res 2007; 1171: 18–29, https://doi.org/10.1016/j.brainres.2007.07.034.
Tikoo S., Barki N., Jain R., Zulkhernain N.S., Buhner S., Schemann M., Weninger W. Imaging of mast cells. Immun Rev 2018; 282(1): 58–72, https://doi.org/10.1111/imr.12631.