Кросс-поляризационная оптическая когерентная томография для клинической оценки степени поражения дермы при склеротическом лихене вульвы

Цель исследования — выявить различные степени поражения дермы при склеротическом лихене вульвы (СЛВ) методом кросс-поляризационной оптической когерентной томографии (КП ОКТ) на основе коэффициента затухания для обнаружения ранних проявлений заболевания и мониторинга эффективности проводимого лечения в клинике.

Материалы и методы. В исследовании участвовало 10 пациентов без патологии и 39 пациентов с гистологическим диагнозом «склеротический лихен вульвы». КП ОКТ проводили in vivo на внутренней поверхности малых половых губ, в зоне основного поражения. Из точки сканирования получен 3D-массив данных за 26 с, который имел размер 3,4×3,4×1,25 мм³. КП ОКТ-исследование выполняли в сравнении с гистологическим анализом образцов, окрашенных пикрофуксином по Ван-Гизону.

Количественный анализ ОКТ-изображений проводили путем расчета коэффициентов затухания сигнала в ко-поляризации и кросс-поляризации. Для визуального анализа были построены цветокодированные карты на основе коэффициентов затухания сигнала ОКТ.

Результаты. Согласно гистологическому исследованию все пациенты с СЛВ были разделены на 4 группы по степени поражения дермы: начальная (8 пациентов); умеренная (7 пациентов); выраженная (9 пациентов); тяжелая (15 пациентов). Начальная степень характеризовалась наличием межфибриллярного отека на глубине до 250 мкм, умеренная — утолщенными пучками коллагена без отека на глубине до 350 мкм, выраженная — гомогенизацией дермы на глубине до 700 мкм, тяжелая степень — гомогенизацией дермы и тотальным отеком на глубине до 1200 мкм.

Методом КП ОКТ по значениям коэффициентов затухания в ко- и кросс-канале визуализировали такие патологические процессы, возникающие в дерме при СЛВ, как межфибриллярный отек и гомогенизация коллагеновых пучков. Однако метод КП ОКТ оказался менее чувствительным к изменению толщины коллагеновых пучков и не позволил статистически значимо отличить утолщенные коллагеновые пучки от нормальных. Методом КП ОКТ удалось дифференцировать все степени поражения дермы между собой. Все степени поражения, кроме умеренной, статистически значимо отличались от нормы по значениям коэффициентов затухания ОКТ-сигнала.

Заключение. Впервые методом КП ОКТ установлены количественные параметры для каждой степени поражения дермы при СЛВ, в том числе начальной, что дает возможность выявлять заболевание на ранней стадии и следить за эффективностью проводимого лечения в клинике.

1. Terlou A., Santegoets L.A., van der Meijden W.I., Heijmans-Antonissen C., Swagemakers S.M., van der Spek P.J., Ewing P.C., van Beurden M., Helmerhorst T.J., Blok L.J. An autoimmune phenotype in vulvar lichen sclerosus and lichen planus: a Th1 response and high levels of microRNA-155. J Invest Dermatol 2012; 132(3 Pt 1): 658–666, https://doi.org/10.1038/jid.2011.369.
2. Wijaya M., Lee G., Fischer G. Quality of life of women with untreated vulval lichen sclerosus assessed with vulval quality of life index (VQLI). Australas J Dermatol 2021; 62(2): 177–182, https://doi.org/10.1111/ajd.13530.
3. Kirtschig G., Cooper S., Aberer W., Günthert A., Becker K., Jasaitiene D., Chi C.C., Kreuter A., Rall K.K., Riechardt S., Casabona F., Powell J., Brackenbury F., Erdmann R., Lazzeri M., Barbagli G., Wojnarowska F. Evidence-based (S3) guideline on (anogenital) lichen sclerosus. J Eur Acad Dermatol Venereol 2017; 31(2): e81–e83, https://doi.org/10.1111/jdv.13740.
4. Spekreijse J.J., Streng B.M.M., Vermeulen R.F.M., Voss F.O., Vermaat H., van Beurden M. The risk of developing squamous cell carcinoma in patients with anogenital lichen sclerosis: a systematic review. Gynecol Oncol 2020; 157(3): 671–677, https://doi.org/10.1016/j.ygyno.2020.02.020.
5. Lee A., Bradford J., Fischer G. Long-term management of adult vulvar lichen sclerosus: a prospective cohort study of 507 women. JAMA Dermatol 2015; 151(10): 1061–1067, https://doi.org/10.1001/jamadermatol.2015.0643.
6. Lewis F.M., Tatnall F.M., Velangi S.S., Bunker C.B., Kumar A., Brackenbury F., Mohd Mustapa M.F., Exton L.S. British Association of Dermatologists guidelines for the management of lichen sclerosus, 2018. Br J Dermatol 2018; 178(4): 839–853, https://doi.org/10.1111/bjd.16241.
7. Vulvar pathology. 2015th edition. Hoang M.P., Selim M.A. (editors). New York, NY: Springer New York; 2015.
8. Potapov A.L., Sirotkina M.A., Matveev L.A., Dudenkova V.V., Elagin V.V., Kuznetsov S.S., Karabut M.M., Komarova A.D., Vagapova N.N., Safonov I.K., Kuznetsova I.A., Radenska-Lopovok S.G., Zagaynova E.V., Gladkova N.D. Multiphoton microscopy assessment of the structure and variability changes of dermal connective tissue in vulvar lichen sclerosus: a pilot study. J Biophotonics 2022; 15(9): e202200036, https://doi.org/10.1002/jbio.202200036.
9. Cox G., Kable E., Jones A., Fraser I., Manconi F., Gorrell M.D. 3-dimensional imaging of collagen using second harmonic generation. J Struct Biol 2003; 141(1): 53–62, https://doi.org/10.1016/s1047-8477(02)00576-2.
10. Leitgeb R., Placzek F., Rank E., Krainz L., Haindl R., Li Q., Liu M., Andreana M., Unterhuber A., Schmoll T., Drexler W. Enhanced medical diagnosis for dOCTors: a perspective of optical coherence tomography. J Biomed Opt 2021; 26(10): 100601, https://doi.org/10.1117/1.jbo.26.10.100601.
11. Wan B., Ganier C., Du-Harpur X., Harun N., Watt F.M., Patalay R., Lynch M.D. Applications and future directions for optical coherence tomography in dermatology. Br J Dermatol 2021; 184(6): 1014–1022, https://doi.org/10.1111/bjd.19553.
12. Sirotkina M.A., Potapov A.L., Vagapova N.N., Safonov I.K., Karashtin D.A., Matveev L.A., Radenska-Lopovok S.G., Timakova A.A., Kuznetsov S.S., Zagaynova E.V., Kuznetsova I.A., Gladkova N.D. Multimodal optical coherence tomography: imaging of blood and lymphatic vessels of the vulva. Sovremennye tehnologii v medicine 2019; 11(4): 26, https://doi.org/10.17691/stm2019.11.4.03.
13. Moiseev A.A., Achkasova K.A., Kiseleva E.B., Yashin K.S., Potapov A.L., Bederina E.L., Kuznetsov S.S., Sherstnev E.P., Shabanov D.V., Gelikonov G.V., Ostrovskaya Y.V., Gladkova N.D. Brain white matter morphological structure correlation with its optical properties estimated from optical coherence tomography (OCT) data. Biomed Opt Express 2022; 13(4): 2393–2413, https://doi.org/10.1364/boe.457467.
14. Schmitt J.M., Xiang S.H. Cross-polarized backscatter in optical coherence tomography of biological tissue. Opt Lett 1998; 23(13): 1060–1062, https://doi.org/10.1364/ol.23.001060.
15. Yashin K.S., Kiseleva E.B., Moiseev A.A., Kuznetsov S.S., Timofeeva L.B., Pavlova N.P., Gelikonov G.V., Medyanik I.А., Kravets L.Y., Zagaynova E.V., Gladkova N.D. Quantitative nontumorous and tumorous human brain tissue assessment using microstructural co- and cross-polarized optical coherence tomography. Sci Rep 2019; 9(1): 2024, https://doi.org/10.1038/s41598-019-38493-y.
16. Gong P., McLaughlin R.A., Liew Y.M., Munro P.R., Wood F.M., Sampson D.D. Assessment of human burn scars with optical coherence tomography by imaging the attenuation coefficient of tissue after vascular masking. J Biomed Opt 2014; 19(2): 21111, https://doi.org/10.1117/1.jbo.19.2.021111.
17. Gong P., Almasian M., van Soest G., de Bruin D.M., van Leeuwen T.G., Sampson D.D., Faber D.J. Parametric imaging of attenuation by optical coherence tomography: review of models, methods, and clinical translation. J Biomed Opt 2020; 25(4): 1–34, https://doi.org/10.1117/1.jbo.25.4.040901.
18. Vingan N.R., Parsa S., Barillas J., Culver A., Kenkel J.M. Evaluation and characterization of facial skin aging using optical coherence tomography. Lasers Surg Med 2023; 55(1): 22–34, https://doi.org/10.1002/lsm.23611.
19. Boone M.A.L.M., Suppa M., Dhaenens F., Miyamoto M., Marneffe A., Jemec G.B.E., Del Marmol V., Nebosis R. In vivo assessment of optical properties of melanocytic skin lesions and differentiation of melanoma from non-malignant lesions by high-definition optical coherence tomography. Arch Dermatol Res 2016; 308(1): 7–20, https://doi.org/10.1007/s00403-015-1608-5.
20. Boone M., Suppa M., Miyamoto M., Marneffe A., Jemec G., Del Marmol V. In vivo assessment of optical properties of basal cell carcinoma and differentiation of BCC subtypes by high-definition optical coherence tomography. Biomed Opt Express 2016; 7(6): 2269–2284, https://doi.org/10.1364/boe.7.002269.
21. Shilyagin P.A., Gelikonov G.V., Gelikonov V.M., Moiseev A.A., Terpelov D.A. Achromatic registration of quadrature components of the optical spectrum in spectral domain optical coherence tomography. Quantum Electron 2014; 44(7): 664, https://doi.org/10.1070/qe2014v044n07abeh015465.
22. Shilyagin P.A., Ksenofontov S.Yu., Moiseev A.A., Terpelov D.A., Matkivsky V.A., Kasatkina I.V., Mamaev Yu.A., Gelikonov G.V., Gelikonov V.M. Equidistant recording of the spectral components in ultra-wideband spectral-domain optical coherence tomography. Radiophys Quantum Electron 2018; 60(10): 769–778, https://doi.org/10.1007/s11141-018-9845-z.
23. Gelikonov V.M., Romashov V.N., Shabanov D.V., Ksenofontov S.Yu., Terpelov D.A., Shilyagin P.A., Gelikonov G.V., Vitkin I.A. Cross-polarization optical coherence tomography with active maintenance of the circular polarization of a sounding wave in a common path system. Radiophys Quantum Electron 2018; 60(11): 897–911, https://doi.org/10.1007/s11141-018-9856-9.
24. McLaughlin R.A., Scolaro L., Robbins P., Saunders C., Jacques S.L., Sampson D.D. Parametric imaging of cancer with optical coherence tomography. J Biomed Opt 2010; 15(4): 046029, https://doi.org/10.1117/1.3479931.
25. Vermeer K.A., Mo J., Weda J.J.A., Lemij H.G., de Boer J.F. Depth-resolved model-based reconstruction of attenuation coefficients in optical coherence tomography. Biomed Opt Express 2013; 5(1): 322–337, https://doi.org/10.1364/boe.5.000322.
26. Gubarkova E.V., Moiseev A.A., Kiseleva E.B., Vorontsov D.A., Kuznetsov S.S., Vorontsov A.Y., Gelikonov G.V., Sirotkina M.A., Gladkova N.D. Tissue optical properties estimation from cross-polarization OCT data for breast cancer margin assessment. Laser Phys Lett 2020; 17(7): 075602, https://doi.org/10.1088/1612-202x/ab9091.
27. Kut C., Chaichana K.L., Xi J., Raza S.M., Ye X., McVeigh E.R., Rodriguez F.J., Quiñones-Hinojosa A., Li X. Detection of human brain cancer infiltration ex vivo and in vivo using quantitative optical coherence tomography. Sci Transl Med 2015; 7(292): 292ra100, https://doi.org/10.1126/scitranslmed.3010611.
28. Sirotkina M.A., Potapov A.L., Vagapova N.N., Safonov I.K., Karabut M.M., Kuznetsova I.A., Karashtin D.A., Matveev L.A., Radenska-Lopovok S.G., Timakova A.A., Zagaynova E.V., Gladkova N.D. In vivo study of vulvar mucosa microcirculation in norm and diseases. Proceedings Volume 11362, Clinical Biophotonics 2020; 1136205, https://doi.org/10.1117/12.2555366.
29. Welzel J., Bruhns M., Wolff H.H. Optical coherence tomography in contact dermatitis and psoriasis. Arch Dermatol Res 2003; 295(2): 50–55, https://doi.org/10.1007/s00403-003-0390-y.
30. Phillips K.G., Wang Y., Levitz D., Choudhury N., Swanzey E., Lagowski J., Kulesz-Martin M., Jacques S.L. Dermal reflectivity determined by optical coherence tomography is an indicator of epidermal hyperplasia and dermal edema within inflamed skin. J Biomed Opt 2011;16(4): 040503, https://doi.org/10.1117/1.3567082.

Potapov A.L., Loginova M.M., Moiseev A.A., Radenska-Lopovok S.G., Kuznetsov S.S., Kuznetsova I.A., Mustafina N.N., Safonov I.K., Gladkova N.D., Sirotkina M.A. Cross-Polarization Optical Coherence Tomography for Clinical Evaluation of Dermal Lesion Degrees in Vulvar Lichen Sclerosus. Sovremennye tehnologii v medicine 2023; 15(1): 53, https://doi.org/10.17691/stm2023.15.1.06