Комплексная оценка функциональной активности клеточной культуры Сhang liver в сыворотке крови пациентов с заболеваниями печени различной этиологии

Е.И. Черкасова, М.С. Муртазалиева, Т.Н. Горшкова, И.Л. Новожилов, А.В. Мелешина, В.Е. Загайнов, Е.В. Загайнова

Ключевые слова: клеточная культура Chang liver; биоискусственная печень; печеночная недостаточность.

2015, том 7, номер 2, стр. 16.

DOI: https://doi.org/10.17691/stm2015.7.2.02

Полный текст статьи

html pdf

3324

1750

Аннотация
Список литературы
Как цитировать в References

Иммортализованная клеточная культура гепатоцитов Chang liver является одним из претендентов на использование в составе искусственных систем «биоискусственная печень».

Цель исследования — оценка возможности применения клеточной культуры Сhang liver в качестве клеточного комплекта биореактора путем комплексного изучения биохимических показателей ее воздействия на сыворотки крови пациентов с заболеваниями печени различной этиологии.

Материалы и методы. Исследованы образцы сыворотки крови от двух групп пациентов: в первую группу «желтуха» (n=9) включены пациенты с механической желтухой, во вторую группу «цирроз» (n=10) — пациенты с циррозом печени и паренхиматозной желтухой. Для изучения воздействия клеточной культуры Chang liver на сыворотки крови пациентов конфлюэнтный монослой клеток инкубировали с образцами сыворотки крови при Т=37°С и атмосфере 5% СО₂, в соотношении (2,0–2,1)·10⁵ клеток на 0,105 мл сыворотки крови в течение 12 ч. По завершении инкубации в сыворотках определяли значения основных биохимических показателей синтетической (альбумин, мочевина, транстиретин) и детоксикационной (фракции общего билирубина) функций, а также маркеров клеточной деструкции (печеночных трансаминаз, лактатдегидрогеназы). Изменение жизнеспособности клеток после воздействия на них сыворотки определяли методом МТТ-теста.

Результаты. Установлено, что комплексная оценка биохимических показателей синтетической и детоксикационной функций, проявляемых культурой Chang liver в отношении сывороток крови пациентов обеих групп, является наиболее информативной. Данная клеточная культура наиболее синтетически активна в отношении сывороток от пациентов группы «цирроз», в то время как у группы «желтуха» наблюдается уменьшение значений биохимических показателей этой функции. Детоксикационная активность, проявляемая культурой Chang liver и выражающаяся в динамике фракций билирубина, наблюдается в обеих группах пациентов, но в группе «цирроз» является наиболее выраженной, так как происходит в половине случаев. Биохимические составляющие сывороток, в свою очередь, также оказывают влияние на жизнедеятельность клеток. Установлено, что образцы сыворотки обеих групп пациентов ингибируют жизнедеятельность клеток практически в 50% случаев для каждой группы.

Заключение. Полученные результаты могут быть использованы для оценки эффективности применения различных клеточных культур в качестве модельной системы при разработке систем «биоискусственная печень». Культура клеток Chang liver, по результатам комплексной оценки, является наиболее активной по отношению к сывороткам крови пациентов группы «цирроз», с нарушениями синтетических и детоксикационных функций печени.

Stockmann H.B., IJzermans J.N. Prospects for the temporary treatment of acute liver failure. Eur J Gastroenterol Hepatol 2002; 14(2): 195–203, http://dx.doi.org/10.1097/00042737-200202000-00016.
Sauer I.M., Zeilinger K., Pless G., Kardassis D., Theruvath T., Pascher A., Goetz M., Neuhaus P., Gerlach J.C. Extracorporeal liver support based on primary human liver cells and albumin dialysis — treatment of a patient with primary graft non-function. J Hepatol 2003; 39(4): 649–653, http://dx.doi.org/10.1016/S0168-8278(03)00348-9.
Рябинин В.Е., Гробовой С.И., Ткачев С.И., Кравчук И.Е. Исследование свойств цитозоля печени и эффективности способа его использования в аппарате «биологическая вспомогательная печень». Вестник РАМН 2002; 3: 21–24.
Рябинин В.Е., Супрун В.И., Ткачев С.И. Использование искусственных систем жизнеобеспечения и клеточных технологий при лечении заболеваний печени. Челябинск: Юж.-Урал. науч. центр РАМН; 2007.
Pan X.-P., Li L.-J. Advances in cell sources of hepatocytes for bioartificial liver. Hepatobiliary Pancreat Dis Int 2012; 11(6): 594–605, http://dx.doi.org/10.1016/S1499-3872(12)60230-6.
Priesner C., Hesse F., Windgassen D., Klocke R., Paul D., Wagner R. Liver-specific physiology of immortal, functionally differentiated hepatocytes and of deficient hepatocyte-like variants. In Vitro Cell Dev Biol 2004; 40(10): 318–330, http://dx.doi.org/10.1290/0404031.1.
Matsumura T., Takesue M., Westerman K.A., Okitsu T., Sakaguchi M., Fukazawa T., Totsugawa T., Noguchi H., Yamamoto S., Stolz D.B., Tanaka N., Leboulch P., Kobayashi N. Establishment of an immortalized human-liver endothelial cell line with SV40T and hTERT. Transplantation 2004; 77(9): 1357–1365, http://dx.doi.org/10.1097/01.tp.0000124286.82961.7e.
Sussman N.L., Chong M.G., Koussayer T., He D.E., Shang T.A., Whisennand H.H., Kelly J.H. Reversal of fulminant hepatic failure using an extracorporeal liver assist device. Hepatology 1992; 16(1): 60–65, http://dx.doi.org/10.1002/hep.1840160112.
Werner A., Duvar S., Müthing J., Büntemeyer H., Lünsdorf H., Strauss M., Lehmann J. Cultivation of immortalized human hepatocytes HepZ on macroporous CultiSpher G microcarriers. Biotechnol Bioеng 2000; 68(1): 59–70, http://dx.doi.org/10.1002/(sici)1097-0290(20000405)68:159::aid-bit73.0.co;2-n.
Hsieh S., Lin P.-Y., Hsieh C.-W., Li I-T., Hsieh S.-L., Wu C.-C., Huang Y.-S., Wang H.-M., Tu L.-W., Cheng K.-H., Wang H.-Y.J., Wu D.-C. Probing the adhesion of hepatocellular carcinoma HepG2 and SK-Hep-1 cells. J Chin Chem Soc 2012; 59(8): 929–933, http://dx.doi.org/10.1002/jccs.201200129.
Deurholt T., van Til N.P., Chhatta A.A., ten Bloemendaal L., Schwartlander R., Payne C., Plevris J.N., Sauer I.M., Chamuleau R.A., Elferink R.P., Seppen J., Hoekstra R. Novel immortalized human fetal liver cell line, cBAL111, has the potential to differentiate into functional hepatocytes. BMC Biotechnol 2009; 9: 89–104, http://dx.doi.org/10.1186/1472-6750-9-89.
Qiang Gao, Xiao-Ying Wang, Jian Zhou, Jia Fan. Cell line misidentification: The case of the Chang liver cell line. Hepatology 2011; 54(5): 1894–1895, http://dx.doi.org/10.1002/hep.24475.
Talbot N.C., Caperna T.J., Wells K.D. The PCM-19 cell line as an in vitro model of liver bile ductules: effects of cAMP inducers, biopeptides and pH. Cells Tissues Organs 2002; 171(2–3): 99–116, http://dx.doi.org/10.1159/000063704.
Yang T., Li C., Zhang L., Li M., Zhou P. A promising hepatocyte-like cell line, CCL-13, exhibits good liver function both in vitro and in an acute liver failure model. Transplant Proc 2013; 45(2): 688–694, http://dx.doi.org/10.1016/j.transproceed.2012.11.012.
Ellis F.J., Hughes R.D., Wendon J.A., Dunne J., Langley P.G., Kelly J.H., Gislason G.T., Sussman N.L., Williams R. Pilot-controlled trial of the extracorporeal liver assist device in acute liver failure. Hepatology 1996; 24(6): 1446–1451, http://dx.doi.org/10.1002/hep.510240625.
Török É., Vogel C., Lütgehetmann M., Ma P.X., Dandri M., Petersen J., Burda M.R., Siebert K., Düllmann J., Rogiers X., Pollok J.M. Morphologycal and functional analysis of rat hepatocyte spheroids generated on poly(L-lactic acid) polymer in a pulsative flow bioreactor. Tissue Eng 2006; 12(7): 1881–1890, http://dx.doi.org/10.1089/ten.2006.12.1881.
Hoekstra R., Nibourg G.A., van der Hoeven T.V., Ackermans M.T., Hakvoort T.B., van Gulik T.M., Oude Elferink R.P., Chamuleau R.A. The effect of rat acute-liver-failure plasma on HepaRG cells. Int J Artif Organs 2012; 35(11): 1006–1014, http://dx.doi.org/10.5301/ijao.5000121.
Lee J.-H., Lee D.-H., Park J.-K., Kim S.-K., Kwon C.H.D., Lee S.-K. Effect of fulminant hepatic failure porcine plasma supplemented with essential components on encapsulated rat hepatocyte spheroids. Transplant Proc 2012; 44(4): 1009–1011,http://dx.doi.org/10.1016/j.transproceed.2012.01.106.
Otang W.M., Grierson D.S., Ndip R.N. Cytotoxicity of three South African medicinal plants using the Chang liver cell line. Afr J Tradit Complement Altern Med 2014; 11(2): 324–329, http://dx.doi.org/10.4314/ajtcam.v11i2.16.
Trinh M.D., Ngo D.H., Tran D.K., Tran Q.T., Vo T.S., Dinh M.H., Ngo D.N. Prevention of H2O2-induced oxidative stress in Chang liver cells by 4-hydroxybenzyl-chitooligomers. Carbohydr Polym 2014; 103: 502–509, http://dx.doi.org/10.1016/j.carbpol.2013.12.061.
Yang Y., Li J., Pan X., Zhou P., Yu X., Cao H., Wang Y., Li L. Co-culture with mesenchymal stem cells enhances metabolic functions of liver cells in bioartificial liver system. Biotechnol Bioeng 2013; 110(3): 958–968, http://dx.doi.org/10.1002/bit.24752.
Guoliang L., Anye Z., Lifu Z., Xiaoping P., Yimin Z., Chengbo Y., Yuemei C., Lanjuan L. Effects of plasma from acute-on-chronic liver failure patients on immortalized human hepatocytes in vitro. Hepatogastroenterology 2011; 58(109): 1328–1333.
Nibourg G.A., Hoekstra R., van der Hoeven T.V., Ackermans M.T., Hakvoort T.B., van Gulik T.M., Chamuleau R.A. Effects of acute-liver-failure-plasma exposure on hepatic functionality of HepaRG-AMC-bioartificial liver. Liver Int 2013; 33(4): 516–524, http://dx.doi.org/10.1111/liv.12090.

Cherkasova E.I., Murtazaliyeva M.S., Gorshkova T.N., Novozhilov I.L., Meleshina A.V., Zagainov V.E., Zagaynova E.V. Complex Assessment of Functional Activity of Chang Liver Cell Culture in Blood Serum of Patients with Liver Diseases of Various Etiology. Sovremennye tehnologii v medicine 2015; 7(2): 16, https://doi.org/10.17691/stm2015.7.2.02