Децеллюляризация ткани печени как перспективная технология получения пористого матрикса для тканевой инженерии и регенеративной медицины

М.М. Боброва, Л.А. Сафонова, О.И. Агапова, М.Е. Крашенинников, М.Ю. Шагидулин, И.И. Агапов

Ключевые слова: децеллюляризация; децеллюляризованная печень; межклеточный матрикс; клеточные микроносители.

2015, том 7, номер 4, стр. 6.

DOI: https://doi.org/10.17691/stm2015.7.4.01

Полный текст статьи

html pdf

3290

3339

Аннотация
Список литературы
Как цитировать в References

Цель исследования — изучение механических и биологических свойств децеллюляризованной ткани печени при использовании ее в качестве пористого матрикса в регенеративной медицине.

Материалы и методы. Mетодом децеллюляризации получены три группы образцов печени c применением растворов для перфузии (тритон Х-100) с разной концентрацией. Выявление сосудистого русла производили путем перфузии 0,5% раствора голубого декстрана. Были использованы методы гистологического окрашивания ткани, оптической микроскопии, а также сканирующей электронной микроскопии. Проверку пролиферативной активности клеток на полученном матриксе осуществляли с помощью культуры клеток гепатокарциномы человека Hep-G₂.

Результаты. Децеллюляризованная печень крысы была получена путем ее перфузии по портальной вене раствором натрий-фосфатного буфера, содержащим детергенты: тритон X-100 в разных концентрациях и додецилсульфат натрия. Установлено, что децеллюляризация ткани не приводит к изменениям микроструктуры тканевого матрикса, сосудистая сеть органа остается неповрежденной. Наибольшей прочностью на разрыв и эластичностью обладает матрикс печени, децеллюляризованный раствором, содержащим 3% тритона X-100. Из децеллюляризованной ткани были изготовлены микрочастицы со средним размером 200 мкм. В экспериментах с культурой гепатокарциномы человека Hep-G₂ показано, что наибольшая пролиферативная активность клеток проявляется на микрочастицах матрикса печени, децеллюляризованного раствором, содержащим 3% тритона X-100.

Заключение. Полученный методом децеллюляризации матрикс печени сохраняет нативную трехмерную структуру ткани печени и сосудистое русло. Децеллюляризованный матрикс является биосовместимым, поддерживает адгезию и пролиферацию клеток культуры гепатокарциномы человека Hep-G₂ и имеет подходящие для хирургии механические свойства.

Uygun B.E., Soto-Gutierrez A., Yagi H., Izamis M.L., Guzzardi M.A., Shulman C., Milwid J., Kobayashi N., Tilles A., Berthiaume F., Hertl M., Nahmias Y., Yarmush M.L., Uygun K. Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix. Nat Med 2010; 16(7): 814–820, http://dx.doi.org/10.1038/nm.2170.
Nari G.A., Cid M., Comín R., Reyna L., Juri G., Taborda R., Salvatierra N.A. Preparation of a three-dimensional extracellular matrix by decellularization of rabbit livers. Rev Esp Enferm Dig 2013; 105(3): 138–143, http://dx.doi.org/10.4321/s1130-01082013000300004.
Kobayashi N., Ito M., Nakamura J., Cai J., Hammel J.M., Fox I.J. Hepatocyte transplantation improves liver function and prolongs survival in rats with decompensated liver cirrhosis. Transplant Proc 1999; 31(1–2): 428–429, http://dx.doi.org/10.1016/s0041-1345(98)01691-1.
Ye J-S., Stoltz J.-F., de Isla N., Liu Y., Yin Y.-F., Zhang L. An approach to preparing decellularized whole liver organ scaffold in rat. Biomed Mater Eng 2015; 25(1 Suppl): 159–166, http://dx.doi.org/10.3233/BME-141233.
Harrison R.H., St-Pierre J.P., Stevens M.M. Tissue engineering and regenerative medicine: a year in review. Tissue Eng Part B Rev 2014; 20(1): 1–16, http://dx.doi.org/10.1089/ten.TEB.2013.0668.
Mossman T. Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: application to proliferation and cytotoxicity assays. J Immunol Methods 1983; 65(1–2): 55–63, http://dx.doi.org/10.1016/0022-1759(83)90303-4.
Macchiarini P., Jungebluth P., Go T., Asnaghi M.A., Rees L.E., Cogan T.A., Dodson A., Martorell J., Bellini S., Parnigotto P.P., Dickinson S.C., Hollander A.P., Mantero S., Conconi M.T., Birchall M.A. Clinical transplantation of a tissue- engineered airway. Lancet 2008; 372(9655): 2023–2030, http://dx.doi.org/10.1016/S0140-6736(08)61598-6.
Shupe T., Williams M., Brown A., Willenberg B., Petersen B.E. Method of the decellularization of intact rat liver. Organogenesis 2010; 6(2): 134–136, http://dx.doi.org/10.4161/org.6.2.11546.
Pan M.X., Hu P.Y., Chenq Y., Cai L.Q., Rao X.H., Wang Y., Gao Y. An efficient method for decellularization of the rat liver. J Formos Med Assoc 2014; 113(10): 680–687, http://dx.doi.org/10.1016/j.jfma.2013.05.003.
Mirmalek-Sani S.H., Sullivan D.C., Zimmerman C., Shupe T.D., Petersen B.E. Immunogenicity of decellularized porcine liver for bioengineered hepatic tissue. Am J Pathol 2013; 183(2): 558–565, http://dx.doi.org/10.1016/j.ajpath.2013.05.002.
Barnes C.A., Brison J., Michel R., Brown B.N., Castner D.G., Badylak S.F., Ratner B.D. The surface molecular functionality of decellularized extracellular matrices. Biomaterials 2011; 32(1): 137–143, http://dx.doi.org/10.1016/j.biomaterials.2010.09.007.
Pei M., Li J.T., Shoukry M., Zhang Y. A review of decellularized stem cell matrix: a novel cell expansion system for cartilage tissue engineering. Eur Cell Mater 2011; 22: 333–343.
Mattei G., Di Patria V., Tirella A., Alaimo A., Elia G., Corti A., Paolicchi A., Ahluwalia A. Mechanostructure and composition of highly reproducible decellularized liver matrices. Acta Biomat 2014; 10(2): 875–882, http://dx.doi.org/10.1016/j.actbio.2013.10.023.
Moffitt T.P., Baker D.A., Kirkpatrick S.J., Prahl S.A. Mechanical properties of coagulated albumin and failure mechanisms of liver repaired with the use of an argon-beam coagulator with albumin. J Biomed Mater Res 2002; 63(6): 722–728, http://dx.doi.org/10.1002/jbm.10389.
Caralt M., Velasco E., Lanas A., Baptista P.M. Liver bioengineering: from the stage of liver decellularized matrix to the multiple cellular actors and bioreactor special effects. Organogenesis 2014; 10(2): 250–259, http://dx.doi.org/10.4161/org.29892.
Shirakigawa N., Ijima H., Takei T. Decellularized liver as a practical scaffold with a vascular network template for liver tissue engineering. J Biosci Bioeng 2012; 114(5): 546–551, http://dx.doi.org/10.1016/j.jbiosc.2012.05.022.
Canning P., Tan L., Chu K., Lee S.W., Gray N.S., Bullock A.N. Structural mechanisms determining inhibition of the collagen receptor DDR1 by selective and multi-targeted type II kinase inhibitors. J Mol Biol 2014; 426(13): 2457–2470, http://dx.doi.org/10.1016/j.jmb.2014.04.014.
Londono R., Badylak S.F. Biological scaffolds for regenerative medicine: mechanisms of in vivo remodeling. Ann Biomed Eng 2015; 43(3): 577–592, http://dx.doi.org/10.1007/s10439-014-1103-8.
Badylak S.F., Freytes D.O., Gilbert T.W. Extracellular matrix as a biological scaffold material: structure and function. Acta Biomater 2009; 5(1): 1–13, http://dx.doi.org/10.1016/j.actbio.2008.09.013.
Zuo H., Peng D., Zheng B., Liu X., Wang Y., Wang L., Zhou X., Liu J. Regeneration of mature dermis by transplanted particulate acellular dermal matrix in a rat model of skin defect wound. J Mater Sci Mater Med 2012; 23(12): 2933–2944, http://dx.doi.org/10.1007/s10856-012-4745-9.
Strom S.C., Fisher R.A., Thompson M.T., Sanyal A.J., Cole P.E., Ham J.M., Posner M.P. Hepatocyte transplantation as a bridge to orthotopic liver transplantation in terminal liver failure. Transplantation 1997; 63(4): 559–569, http://dx.doi.org/10.1097/00007890-199702270-00014.
Zhang W., Tucker-Kellogg L., Narmada B.C., Venkatraman L., Chang S., Lu Y., Tan N., White J.K., Jia R., Bhowmick S.S., Shen S., Dewey C.F. Jr., Yu H. Cell-delivery therapeutics for liver regeneration. Adv Drug Delivery Rev 2010; 62(7–8): 814–826, http://dx.doi.org/10.1016/j.addr.2010.02.005.
Hou Y.T., Ijima H., Matsumoto S., Kubo T., Takei T., Sakai S., Kawakami K. Effect of a hepatocyte growth factor/heparinimmobilized collagen system on albumin synthesis and spheroid formation by hepatocytes. J Biosci Bioeng 2010; 110(2): 208–216, http://dx.doi.org/10.1016/j.jbiosc.2010.01.016.
Wang T., Feng Z.-Q., Leach M.K., Wu J., Jiang Q.J. Nanoporous fibers of type-I collagen coated poly(L-lactic acid) for enhancing primary hepatocyte growth and function. Mater Chem B 2013; 1(3): 339–346, http://dx.doi.org/10.1039/c2tb00195k.
Lee J.S., Shin J., Park H.M., Kim Y.G., Kim B.G., Oh J.W., Cho S.W. Liver extracellular matrix providing dual functional of two-dimensional substrate coating and three-dimensional injectable hydrogel platform for liver tissue engineering. Biomacromolecules 2014; 15(1): 206–218, http://dx.doi.org/10.1021/bm4015039.

Bobrova M.M., Safonova L.А., Agapova О.I., Krasheninnikov M.E., Shagidulin M.Yu., Agapov I.I. Liver Tissue Decellularization as a Promising Porous Scaffold Processing Technology for Tissue Engineering and Regenerative Medicine. Sovremennye tehnologii v medicine 2015; 7(4): 6, https://doi.org/10.17691/stm2015.7.4.01