Структурное состояние мембран и функциональная активность перитонеальных макрофагов после воздействия газоразрядных устройств

Цель исследования — изучить в эксперименте влияние излучения газоразрядных устройств (плазмы искрового разряда и УФ-излучения кварцевой лампы) на структурное состояние мембран и функциональную активность перитонеальных макрофагов.

Материалы и методы. Объектом исследования являлись перитонеальные макрофаги крыс линии Wistar. В качестве действующего фактора использовали газоразрядное устройство «Пилимин» серии ИР-10 и ультрафиолетовую лампу ДБК-9. Суспензию перитонеальных макрофагов обрабатывали в течение 30, 60, 300, 600 и 1200 с. Анализ липидного состава проводили методом тонкослойной хроматографии. Микровязкость в области липид-липидных и белок-липидных контактов анализировали по флюоресценции пирена. Гидрофобность углеводородного слоя мембран определяли по флюоресценции 1,6-дифенил-1,3,5-гексатриена. Для оценки функционального состояния перитонеальных макрофагов изучали активность фагоцитоза по поглощению частиц латекса, состояние кислородзависимого метаболизма — по постановке НСТ-теста и по измерению люминолзависимой хемилюминесценции.

Результаты. Установлено, что при воздействии излучением плазмы искрового разряда окисление фосфолипидов происходит менее интенсивно, чем после воздействия излучением кварцевой лампы. Микровязкость мембран в области липид-липидных и белок-липидных контактов в большей степени увеличивается после воздействия УФ-излучением кварцевой лампы. Излучение плазмы искрового разряда приводит к снижению, а УФ-излучение кварцевой лампы — к увеличению плотности жирных кислот фосфолипидов. Воздействие излучением плазмы искрового разряда вызывает увеличение количества клеток, принимающих участие в фагоцитозе, возрастание поглотительной способности и кислородзависимого метаболизма перитонеальных макрофагов. Время наступления «кислородного взрыва» макрофагов сокращается после воздействия излучением плазмы, а после воздействия УФ-излучением кварцевой лампы увеличивается.

Заключение. Излучение плазмы искрового разряда по сравнению с УФ-излучением кварцевой лампы способствует активации фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов при менее длительных режимах, наблюдаемые эффекты более выражены. Данные исследования позволяют выявить оптимальные режимы функциональной активности клеток после газоразрядного воздействия.

1. Лямина С.В., Малышев И.Ю. Поляризация мак­ро­­фагов в современной концепции формирования иммун­ного ответа. Фундаментальные исследования 2014; 10(5): 930–935.
2. Артюхов В.Г., Башарина О.В., Зимченкова О.В., Рязанцев С.В. Влияние УФ-света на субпопуляционный состав и экспрессию мембранных маркеров лимфоцитов крови человека. Радиационная биология. Радиоэкология 2016; 56(1): 73–81, https://doi.org/10.7868/s086980311506003x.
3. Köberlin M.S., Heinz L.X., Superti-Furga G. Functional crosstalk between membrane lipids and TLR biology. Curr Opin Cell Biol 2016; 39: 28–36, https://doi.org/10.1016/j.ceb.2016.01.010.
4. Sasai Y., Kondo S., Yamauchi Y., Kuzuya M. Plasma surface modification of polymer substrate for cell adhesion control. J Photopolym Sci Technol 2010; 23(4): 595–598, https://doi.org/10.2494/photopolymer.23.595.
5. Rupf S., Lehmann A., Hannig M., Schäfer B., Schubert A., Feldmann U., Schindler A. Killing of adherent oral microbes by a non-thermal atmospheric plasma jet. J Med Microbiol 2009; 59(2): 206–212, https://doi.org/10.1099/jmm.0.013714-0.
6. Иванова И.П., Заславская М.И. Биоцидный эффект некогерентного импульсного излучения искрового разряда в экспериментах in vitro и in vivo. Современные технологии в медицине 2009; 1: 28–31.
7. Архипова Е.В., Иванова И.П. Воздействие некоге­рент­ного импульсного излучения на функциональное сос­то­яние мононуклеарных клеток в эксперименте. Сов­ре­­менные технологии в медицине 2013; 5(1): 27–31.
8. Архипова Е.В., Иванова И.П. Микровязкость и пере­­кис­ное окисление липидов перитонеальных макро­фагов после воздействия УФ-излучения и излучения газо­разрядной плазмы. Медицинский академический журнал 2016; 16(4): 46–47.
9. Трофимова С.В., Бурхина О.Е., Пискарев И.М., Ичет­кина А.А., Соловьева Т.И., Астафьева К.А., Пугина Е.С., Иванова И.П. Влияние излучения газоразрядной плазмы на модификацию белков эритроцитов. Современные тех­но­логии в медицине 2014; 6(3): 14–21.
10. Иванова И.П., Трофимова С.В., Карпель Вель Лейтнер Н., Аристова Н.А., Архипова Е.В., Бурхина О.Е., Сысоева В.А., Пискарев И.М. Анализ активных продуктов излучения плазмы искрового разряда, определяющих биологические эффекты в клетках. Современные тех­но­­логии в медицине 2012; 2: 20–30.
11. Kanazawa S., Kawano H., Watanabe S., Furuki T., Akamine S., Ichiki R., Ohkubo T., Kocik M., Mizeraczyk J. Observation of OH radicals produced by pulsed discharges on the surface of a liquid. Plasma Sources Sci Technol 2011; 20(3): 034010, https://doi.org/10.1088/0963-0252/20/3/034010.
12. Творогова М.Г., Исаева Е.Л., Проказова Н.В., Рож­кова Т.А., Кухарчук В.В., Титов В.Н. Определение липидного состава липопротеидов высокой плотности методом тонко­слойной хроматографии на силикагеле. Клиническая лабо­раторная диагностика 1998; 4: 13–16.
13. Самойлова А.А. Измерение микровязкости мемб­ран эритроцитов методом латеральной диффузии гидро­фобного зонда пирена. Метод. Разработка. Красноярск: Краснояр. гос. ун-т; 2006.
14. Ranall M., Gabrielli B., Gonda T. High-content imaging of neutral lipid droplets with 1,6-diphenylhexatriene. Biotechniques 2011; 51(1), https://doi.org/10.2144/000113702.
15. Киселев О.И., Сергеева И.В., Сологуб Т.В., Тихо­нова Е.П., Булыгин Г.В. Структурно-метаболические харак­теристики клеток и их функциональные возможности. Эпидемиология и инфекционные болезни 2015; 20(5): 52–56.
16. Есимова И.Е., Новицкий В.В., Уразова О.И., Хаса­нова Р.Р., Кошкина А.А., Чурина Е.Г. Причины дисрегуляции иммунного ответа при туберкулезе легких: роль нарушений исходного состояния иммунологической реактивности орга­низма. Бюллетень сибирской медицины 2012; 11(4): 93–98.
17. Piskarev I.M., Ivanova I.P., Trofimova S.V. Comparison of chemical effects of UV radiation from spark discharge in air and a low-pressure mercury lamp. High Energy Chem 2013; 47(5): 247–250, https://doi.org/10.1134/s0018143913050093.
18. Реброва Т.Ю., Афанасьев С.А., Путрова О.Д., По­пов С.В. Возрастзависимые особенности микровязкости мембран эритроцитов при экспериментальном кардио­скле­розе. Успехи геронтологии 2012; 25(4): 644–647.
19. Loura L.M.S., Ramalho J.P.P. Recent developments in molecular dynamics simulations of fluorescent membrane probes. Molecules 2011; 16(12): 5437–5452, https://doi.org/10.3390/molecules16075437.
20. do Canto A.M., Robalo J.R., Santos P.D., Carvalho A.J., Ramalho J.P., Loura L.M. Diphenylhexatriene membrane probes DPH and TMA-DPH: a comparative molecular dynamics simulation study. Biochim Biophys Acta 2016; 1858(11): 2647–2661, https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2016.07.013.
21. Sheppard F.R., Kelher M.R., Moore E.E., McLaughlin N.J., Banerjee A., Silliman C.C. Structural organization of the neutrophil NADPH oxidase: phosphorylation and translocation during priming and activation. J Leukoc Biol 2005; 78(5): 1025–1042.
22. Gamaley I.A., Klyubin I.V. Roles of reactive oxygen species: signaling and regulation of cellular functions. Int Rev Cytol 1999; 203–255, https://doi.org/10.1016/s0074-7696(08)61568-5.
23. Hattori H., Subramanian K.K., Sakai J., Jia Y., Li Y., Porter T.F., Loison F., Sarraj B., Kasorn A., Jo H., Blanchard C., Zirkle D., McDonald D., Pai S.Y., Serhan C.N., Luo H.R. Small-molecule screen identifies reactive oxygen species as key regulators of neutrophil chemotaxis. Proc Natl Acad Sci USA 2010; 107(8): 3546–3551, https://doi.org/10.1073/pnas.0914351107.

Arkhipova Е.V., Ivanova I.P. Membrane Structural Condition and Functional Activity of Peritoneal Macrophages after Gas Discharge Exposure. Sovremennye tehnologii v medicine 2017; 9(3): 55, https://doi.org/10.17691/stm2017.9.3.07