Модель опухолевых сфероидов аденокарциномы яичника для оценки фотодинамического воздействия

Цель исследования — оценка релевантности модели сфероида аденокарциномы яичника для изучения фотодинамического воздействия путем сравнительного анализа ответа клеток аденокарциномы яичника на фотосенсибилизатор тетракис(4-бензилоксифенил)тетрацианопорфиразин в условиях монослойной культуры и опухолевых сфероидов.

Материалы и методы. Работа выполнена на клетках аденокарциномы яичника человека линии SKOV-3, выращиваемых in vitro в монослойной культуре или в виде опухолевых сфероидов, которые получены с использованием культурального пластика со сверхнизкой адсорбцией. В качестве фотосенсибилизатора применен порфиразин. Фотоиндуцированная токсичность соединения в отношении монослойной культуры исследована методом МТТ, в отношении сфероидов — путем оценки динамики их роста. Анализ проникновения в клетки выполнен методом конфокальной микроскопии.

Результаты. Порфиразин оказывает выраженный фотодинамический эффект на клетки SKOV-3. Значение IC₅₀ для монослойной культуры через 24 ч после воздействия составило 2,3 мкМ при облучении в дозе 20 Дж/см². В случае сфероидов эффект проявлялся в течение более длительного времени: существенные отличия в размере обработанных сфероидов от контрольных наблюдались на 5-й и 9-й дни инкубации. При этом ни при одном из режимов фотодинамического воздействия нами не отмечено уменьшения размера обработанных сфероидов. Глубина проникновения порфиразина в сфероид составляла 50–100 мкм при инкубации до 24 ч включительно.

Заключение. Ограниченное проникновение фотосенсибилизатора вглубь сфероидов и преимущественное накопление в поверхностных клеточных слоях может служить одним из ключевых факторов, обусловливающих значительные различия в интенсивности фотодинамического воздействия на поверхностные и глубокие слои сфероида. В отношении клеток, расположенных близко к поверхности, фотодинамический эффект сравним с таковым для монослойной культуры, в то время как клетки глубоких слоев сохраняют жизнеспособность и обеспечивают продолжающийся рост сфероида даже при интенсивных воздействиях. Тот факт, что наблюдающееся in vitro распределение соответствует особенностям накопления фотосенсиблизаторов в опухолях in vivo, позволяет рассматривать сфероиды как наиболее релевантную модель для исследования свойств фотодинамических агентов по сравнению с монослоем.

1. Triesscheijn M., Baas P., Schellens J.H.M., Stewart F.A. Photodynamic therapy in oncology. Oncologist 2006; 11(9): 1034–1044, https://doi.org/10.1634/theoncologist.11-9-1034.
2. Hamblin M.R., Mroz P. History of PDT: the first hundred years. In: Hamblin M.R., Mroz P. (editors). Advances in photodynamic therapy: basic, translational and clinical. Norwood, MA: Artech House; 2008; p. 1–12.
3. Robertson C.A., Evans D.H., Abrahamse H. Photodynamic therapy (PDT): a short review on cellular mechanisms and cancer research applications for PDT. J Photochem Photobiol B 2009; 96(1): 1–8, https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2009.04.001.
4. Krasnovsky A.A. Luminescence and photochemical studies of singlet oxygen photonics. J Photochem Photobiol A Chem 2008; 196(2): 210–218, https://doi.org/10.1016/j.jphotochem.2007.12.015.
5. Brilkina A.A., Peskova N.N., Dudenkova V.V., Gorokhova A.A., Sokolova E.A., Balalaeva I.V. Monitoring of hydrogen peroxide production under photodynamic treatment using protein sensor HyPer. J Photochem Photobiol B 2018; 178: 296–301, https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2017.11.020.
6. Choi Y., Chang J.E., Jheon S., Han S.J., Kim J.K. Enhanced production of reactive oxygen species in HeLa cells under concurrent low-dose carboplatin and Photofrin® photodynamic therapy Oncol Rep 2018; 40(1): 339–345, https://doi.org/10.3892/or.2018.6415.
7. Abrahamse H., Hamblin M.R. New photosensitizers for photodynamic therapy. Biochem J 2016; 473(4): 347–364, https://doi.org/10.1042/bj20150942.
8. Garland M.J., Cassidy C.M., Woolfson D., Donnelly R.F. Designing photosensitizers for photodynamic therapy: strategies, challenges and promising developments. Future Med Chem 2009; 1(4): 667–691, https://doi.org/10.4155/fmc.09.55.
9. Ethirajan M., Chen Y., Joshi P., Pandey R.K. The role of porphyrin chemistry in tumor imaging and photodynamic therapy. Chem Soc Rev 2011; 40(1): 340–362, https://doi.org/10.1002/chin.201117269.
10. Ormond A.B., Freeman H.S. Dye sensitizers for photodynamic therapy. Materials 2013; 6(3): 817–840, https://doi.org/10.3390/ma6030817.
11. Chilakamarthi U., Giribabu L. Photodynamic therapy: past, present and future. Chem Rec 2017; 17(8): 775–802, https://doi.org/10.1002/tcr.201600121.
12. Brilkina A.A., Dubasova L.V., Sergeeva E.A., Pospelov A.J., Shilyagina N.Y., Shakhova N.M., Balalaeva I.V. Photobiological properties of phthalocyanine photosensitizers Photosens, Holosens and Phthalosens: a comparative in vitro analysis. J Photochem Photobiol B 2019; 191: 128–134, https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2018.12.020.
13. Shilyagina N.Y., Peskova N.N., Lermontova S.A., Brilkina A.A., Vodeneev V.A., Yakimansky A.V., Klapshina L.G., Balalaeva I.V. Effective delivery of porphyrazine photosensitizers to cancer cells by polymer brush nanocontainers. J Biophotonics 2017; 10(9): 1189–1197, https://doi.org/10.1002/jbio.201600212.
14. Лермонтова С.А., Григорьев И.С., Ладилина Е.Ю., Бала­лаева И.В., Шилягина Н.Ю., Клапшина Л.Г. Порфи­разиновые структуры с акцепторными заместителями, как основа материалов для фотоники и биомедицины. Координационная химия 2018; 44(2): 151–166, https://doi.org/10.7868/s0132344x1802007x.
15. Haidekker M.A., Theodorakis E.A. Environment-sensitive behavior of fluorescent molecular rotors. J Biol Eng 2010; 4(1): 11, https://doi.org/10.1186/1754-1611-4-11.
16. Izquierdo M.A., Vyšniauskas A., Lermontova S.A., Grigoryev I.S., Shilyagina N.Y., Balalaeva I.V., Klapshina L.G., Kuimova M.K. Dual use of porphyrazines as sensitizers and viscosity markers during photodynamic therapy. J Mater Chem B 2015; 3(6): 1089–1096, https://doi.org/10.1039/c4tb01678e.
17. Thoma C.R., Zimmermann M., Agarkova I., Kelm J.M., Krek W. 3D cell culture systems modeling tumor growth determinants in cancer target discovery. Adv Drug Deliv Rev 2014; 69–70: 29–41, https://doi.org/10.1016/j.addr.2014.03.001.
18. Unger E., Porter T., Lindner J., Grayburn P. Cardiovascular drug delivery with ultrasound and microbubbles. Adv Drug Deliv Rev 2014; 72: 110–126, https://doi.org/10.1016/j.addr.2014.01.012.
19. Sokolova E.A., Vodeneev V.A., Deyev S.M., Balalaeva I.V. 3D in vitro models of tumors expressing EGFR family receptors: a potent tool for studying receptor biology and targeted drug development. Drug Discov Today 2019; 24(1): 99–111, https://doi.org/10.1016/j.drudis.2018.09.003.
20. Mohammad-Hadi L., MacRobert A.J., Loizidou M., Yaghini E. Photodynamic therapy in 3D cancer models and the utilisation of nanodelivery systems. Nanoscale 2018; 10(4): 1570–1581, https://doi.org/10.1039/c7nr07739d.
21. Manoto S.L., Houreld N., Hodgkinson N., Abrahamse H. Modes of cell death induced by photodynamic therapy using zinc phthalocyanine in lung cancer cells grown as a monolayer and three-dimensional multicellular spheroids. Molecules 2017; 22(5): 791, https://doi.org/10.3390/molecules22050791.
22. Khot M.I., Perry S.L., Maisey T., Armstrong G., Andrew H., Hughes T.A., Kapur N., Jayne D.G. Inhibiting ABCG2 could potentially enhance the efficacy of hypericin-mediated photodynamic therapy in spheroidal cell models of colorectal cancer. Photodiagnosis Photodyn Ther 2018; 23: 221–229, https://doi.org/10.1016/j.pdpdt.2018.06.027.
23. Balalaeva I.V., Sokolova E.A., Puzhikhina A.D., Brilkina A.A., Deyev S.M. Spheroids of HER2-positive breast adenocarcinoma for studying anticancer immunotoxins in vitro. Acta Naturae 2017; 9(1): 38–43, https://doi.org/10.32607/20758251-2017-9-1-38-43.
24. Lermontova S.A., Grigor’ev I.S., Ladilina E.Y., Klapshina L.G., Peskova N.N., Balalaeva I.V., Boyarskii V.P. New promising porphyrazine-based agents for optical theranostics of cancer. Russ J Gen Chem 2017; 87(3): 479–484, https://doi.org/10.1134/s1070363217030173.
25. Shilyagina N.Y., Plekhanov V.I., Shkunov I.V., Shilyagin P.А., Dubasova L.V., Brilkina А.А., Sokolova E.A., Turchin I.V., Balalaeva I.V. LED light source for in vitro study of photosensitizing agents for photodynamic therapy. Sovremennye tehnologii v medicine 2014; 6(2): 15–24.
26. Mosmann T. Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: application to proliferation and cytotoxicity assays. J Immunol Methods 1983; 65(1–2): 55–63, https://doi.org/10.1016/0022-1759(83)90303-4.
27. Yudintsev A.V., Shilyagina N.Yu., Dyakova D.V., Lermontova S.A., Klapshina L.G., Guryev E.L., Balalaeva I.V., Vodeneev V.A. Liposomal form of tetra(aryl)tetracyanoporphyrazine: physical properties and photodynamic activity in vitro. J Fluoresc 2018; 28(2): 513–522, https://doi.org/10.1007/s10895-018-2212-9.
28. Huang B.W., Gao J.Q. Application of 3D cultured multicellular spheroid tumor models in tumor-targeted drug delivery system research. J Control Release 2018; 270: 246–259, https://doi.org/10.1016/j.jconrel.2017.12.005.
29. Zhang D.Y., Zheng Y., Zhang H., He L., Tan C.P., Sun J.H., Zhang W., Peng X., Zhan Q., Ji L.N., Mao Z.W. Ruthenium complex-modified carbon nanodots for lysosome-targeted one- and two-photon imaging and photodynamic therapy. Nanoscale 2017; 9(47): 18966–18976, https://doi.org/10.1039/c7nr05349e.
30. Kumari P., Rompicharla S.V.K., Bhatt H., Ghosh B., Biswas S. Development of chlorin e6-conjugated poly(ethylene glycol)-poly(d,l-lactide) nanoparticles for photodynamic therapy. Nanomedicine (Lond) 2019; 14(7): 819–834, https://doi.org/10.2217/nnm-2018-0255.
31. Rizvi I., Celli J.P., Evans C.L., Abu-Yousif A.O., Muzikansky A., Pogue B.W., Finkelstein D., Hasan T. Synergistic enhancement of carboplatin efficacy with photodynamic therapy in a three-dimensional model for micrometastatic ovarian cancer. Cancer Res 2010; 70(22): 9319–9328, https://doi.org/10.1158/0008-5472.can-10-1783.
32. Millard M., Yakavets I., Piffoux M., Brun A., Gazeau F., Guigner J.M., Jasniewski J., Lassalle H.P., Wilhelm C., Bezdetnaya L. mTHPC-loaded extracellular vesicles outperform liposomal and free mTHPC formulations by an increased stability, drug delivery efficiency and cytotoxic effect in tridimensional model of tumors. Drug Deliv 2018; 25(1): 1790–1801, https://doi.org/10.1080/10717544.2018.1513609.
33. Choi I.K., Strauss R., Richter M., Yun C.O., Lieber A. Strategies to increase drug penetration in solid tumors. Front Oncol 2013; 3: 193, https://doi.org/10.3389/fonc.2013.00193.
34. Namazi H., Kulish V.V., Wong A., Nazeri S. Mathematical based calculation of drug penetration depth in solid tumors. Biomed Res Int 2016; 2016: 8437247, https://doi.org/10.1155/2016/8437247.
35. Yakavets I., Lassalle H.P., Scheglmann D., Wiehe A., Zorin V., Bezdetnaya L. Temoporfin-in-cyclodextrin-in-liposome — a new approach for anticancer drug delivery: the optimization of composition. Nanomaterials (Basel) 2018; 8(10): 847, https://doi.org/10.3390/nano8100847.
36. Castano A.P., Demidova T.N., Hamblin M.R. Mechanisms in photodynamic therapy: part three — photosensitizer pharmacokinetics, biodistribution, tumor localization and modes of tumor destruction. Photodiagnosis Photodyn Ther 2005; 2(2): 91–106, https://doi.org/10.1016/s1572-1000(05)00060-8.
37. Lee J., Kim J., Jeong M., Lee H., Goh U., Kim H., Kim B., Park J.H. Liposome-based engineering of cells to package hydrophobic compounds in membrane vesicles for tumor penetration. Nano Lett 2015; 15(5): 2938–2944, https://doi.org/10.1021/nl5047494.

Sokolova E.A., Senatskaya A.O., Lermontova S.A., Akinchits E.K., Klapshina L.G., Brilkina A.A., Balalaeva I.V. Model of Ovarian Adenocarcinoma Spheroids for Assessing Photodynamic Cytotoxicity. Sovremennye tehnologii v medicine 2020; 12(1): 34, https://doi.org/10.17691/stm2020.12.1.04