Метод длительного мониторинга биоэлектрической активности аксонов нейрональной сети при стимуляции короткими импульсами ИК-лазера

Цель исследования — разработка метода длительной неинвазивной регистрации биоэлектрической активности изолированных аксонов нейрональной сети, вызванной стимуляцией короткими импульсами инфракрасного (ИК) лазера, и изучение влияния характеристик излучения на вероятность возникновения потенциалов действия на аксонах нейрональной культуры in vitro.

Материалы и методы. Гиппокампальные клетки эмбрионов мышей (Е18) культивировали в микрофлюидных чипах из полидиметилсилоксана с микроканалами для обеспечения роста аксонов на расстояние до 800 мкм. Изучали электрофизиологическую активность нейрональной культуры, вызванную импульсами сфокусированного лазерного излучения в ИК-диапазоне. Оптическую стимуляцию проводили импульсным лазерным излучением с длинами волн 1907 и 2095 нм. Регистрацию электрофизиологической активности нейрональной культуры выполняли с помощью системы многоканальной регистрации (Multi Channel Systems, Германия).

Результаты. Разработанный оригинальный микрофлюидный чип и установленная оптическая стимуляция с использованием многоканальной системы регистрации позволили неинвазивно регистрировать потенциалы действия изолированных аксонов in vitro, вызванные импульсным ИК-излучением. Распространение потенциалов действия в аксонах обнаруживалось с помощью внеклеточных микроэлектродов при облучении клеток лазером на длине волны 1907 нм с мощностью излучения 0,2–0,5 Вт для импульсов длительностью 6 мс и 0,5 Вт — для импульсов длительностью 10 мс. Показано, что мощность излучения прямо пропорциональна вероятности индукции импульсов в отростках клеток. При этом вероятность вызванного оптической стимуляцией ответа была выше при меньшей длительности оптического стимула. Также было обнаружено, что вероятность возбуждения импульсов обусловливалась локализацией излучения и была больше при облучении нейронов, чем при облучении непосредственно аксонов.

Заключение. Разработанный метод позволяет изолировать аксоны нейрональной культуры с помощью микрофлюидного чипа, стимулировать ИК-излучением культуру нейронов и неинвазивно регистрировать электрофизиологический сигнал аксонов. Предложенный подход позволяет изучать сетевые характеристики появления нейрональных ответов множества клеток на длительном (недели) отрезке времени. Метод может применяться как в фундаментальных исследованиях изучения принципов сигнализации в мозге, так и для разработки технологий неинвазивного нейроинтерфейса.

1. Shapiro M.G., Homma K., Villarreal S., Richter C.P., Bezanilla F. Infrared light excites cells by changing their electrical capacitance. Nat Commun 2012; 3: 736, https://doi.org/10.1038/ncomms1742.
2. Lumbreras V., Bas E., Gupta C., Rajguru S.M. Pulsed infrared radiation excites cultured neonatal spiral and vestibular ganglion neurons by modulating mitochondrial calcium cycling. J Neurophysiol 2014; 112(6): 1246–1255, https://doi.org/10.1152/jn.00253.2014.
3. Cayce J.M., Friedman R.M., Jansen E.D., Mahavaden-Jansen A., Roe A.W. Pulsed infrared light alters neural activity in rat somatosensory cortex in vivo. Neuroimage 2011; 57(1): 155–166, https://doi.org/10.1016/j.neuroimage.2011.03.084.
4. Cayce J.M., Friedman R.M., Chen G., Jansen E.D., Mahavaden-Jansen A., Roe A.W. Infrared neural stimulation of primary visual cortex in non-human primates. Neuroimage 2014; 84: 181–190, https://doi.org/10.1016/j.neuroimage.2013.08.040.
5. Wells J., Kao C., Jansen E.D., Konrad P., Mahadevan-Jansen A. Application of infrared light for in vivo neural stimulation. J Biomed Opt 2005; 10(6): 064003, https://doi.org/10.1117/1.2121772.
6. Wells J., Kao C., Konrad P., Milner T., Kim J., Mahadevan-Jansen A., Jansen E.D. Biophysical mechanisms of transient optical stimulation of peripheral nerve. Biophys J 2007; 93(7): 2567–2580, https://doi.org/10.1529/biophysj.107.104786.
7. McCaughey R.G., Chlebicki C., Wong B.J.F. Novel wavelengths for laser nerve stimulation. Lasers Surg Med 2010; 42(1): 69–75, https://doi.org/10.1002/lsm.20856.
8. Izzo A.D., Richter C.P., Jansen E.D., Walsh J.T. Jr. Laser stimulation of the auditory nerve. Lasers Surg Med 2006; 38(8): 745–753, https://doi.org/10.1002/lsm.20358.
9. Jenkins M.W., Duke A.R., Gu S., Chiel H.J., Fujioka H., Watanabe M., Jansen E.D., Rollins A.M. Optical pacing of the embryonic heart. Nat Photonics 2010; 4: 623–626, https://doi.org/10.1038/nphoton.2010.166.
10. Wang Y.T., Rollins A.M., Jenkins M.W. Infrared inhibition of embryonic hearts. J Biomed Opt 2016; 21(6): 60505, https://doi.org/10.1117/1.JBO.21.6.060505.
11. Richter C.P., Matic A.I., Wells J.D., Jansen E.D., Walsh J.T. Jr. Neural stimulation with optical radiation. Laser Photon Rev 2011; 5(1): 68–80, https://doi.org/10.1002/lpor.200900044.
12. Albert E.S., Bec J.M., Desmadryl G., Chekroud K., Travo C., Gaboyard S., Bardin F., Marc I., Dumas M., Lenaers G., Hamel C., Muller A., Chabbert C. TRPV4 channels mediate the infrared laser-evoked response in sensory neurons. J Neurophysiol 2012; 107(12): 3227–3234, https://doi.org/10.1152/jn.00424.2011.
13. Fekete Z., Horváth Á.C., Zátonyi A. Infrared neuromodulation: a neuroengineering perspective. J Neural Eng 2020; 17(5): 051003, https://doi.org/10.1088/1741-2552/abb3b2.
14. Xia Q., Nyberg T. Inhibition of cortical neural networks using infrared laser. J Biophotonics 2019; 12(7): e201800403, https://doi.org/10.1002/jbio.201800403.
15. Xia Q.L., Wang M.Q., Jiang B., Hu N., Wu X.Y., Hou W.S., Nyberg T. Infrared laser pulses excite action potentials in primary cortex neurons in vitro. Annu Int Conf IEEE Eng Med Biol Soc 2019; 2019: 5184–5187, https://doi.org/10.1109/EMBC.2019.8856712.
16. Gladkov A., Pigareva Y., Kutyina D., Kolpakov V., Bukatin A., Mukhina I., Kazantsev V., Pimashkin A. Design of cultured neuron networks in vitro with predefined connectivity using asymmetric microfluidic channels. Sci Rep 2017; 7(1): 15625, https://doi.org/10.1038/s41598-017-15506-2.
17. Gladkov A.A., Kolpakov V.N., Pigareva Y.I., Bukatin A.S., Kazantsev V.B., Mukhina I.V., Pimashkin A.S. Study of stimulus-induced plasticity in neural networks cultured in microfluidic chips. Sovremennye tehnologii v medicine 2017; 9(4): 15–24, https://doi.org/10.17691/stm2017.9.4.02.
18. Pimashkin A., Gladkov A., Mukhina I., Kazantsev V. Adaptive enhancement of learning protocol in hippocampal cultured networks grown on multielectrode arrays. Front Neural Circuits 2013; 7: 87, https://doi.org/10.3389/fncir.2013.00087.
19. Taylor A.M., Blurton-Jones M., Rhee S.W., Cribbs D.H., Cotman C.W., Jeon N.L. A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport. Nat Methods 2005; 2(8): 599–605, https://doi.org/10.1038/nmeth777.
20. Meeks J.P., Mennerick S. Action potential initiation and propagation in CA3 pyramidal axons. J Neurophysiol 2007; 97(5): 3460–3472, https://doi.org/10.1152/jn.01288.2006.

Pigareva Ya.I., Antipova O.O., Kolpakov V.N., Martynova O.V., Popova A.A., Mukhina I.V., Pimashkin A.S., Es’kin V.A. A Method for Recording the Bioelectrical Activity of Neural Axons upon Stimulation with Short Pulses of Infrared Laser Radiation. Sovremennye tehnologii v medicine 2020; 12(6): 21, https://doi.org/10.17691/stm2020.12.6.03