Визуализация метастазов аденокарциномы желудка в лимфатических узлах с помощью микроскопии с ультрафиолетовым поверхностным возбуждением

Г.М. Денисенко, Я.М. Валиева, С.Е. Соловьева, Н.Б. Сережникова, В.А. Петров, Г.С. Будылин, П.С. Тимашев, А.Л. Файзуллин

Ключевые слова: MUSE; микроскопия с ультрафиолетовым поверхностным возбуждением; биофотоника; метастазы лимфатических узлов; онкология.

2024, том 16, номер 6, стр. 25.

DOI: https://doi.org/10.17691/stm2024.16.6.03

Полный текст статьи

html pdf

108

142

Аннотация
Список литературы
Как цитировать в References

Выявление метастазов в лимфатических узлах имеет решающее значение в онкопатологии, поскольку это позволяет установить стадию TNM, что влияет на план лечения и прогноз выживаемости для онкологических больных. В настоящее время «золотым стандартом» является окрашивание гематоксилином и эозином. Однако активно разрабатываются новые альтернативные методы, использующие уникальные оптические свойства структур тканей для быстрого интраоперационного или послеоперационного применения.

Цель исследования — оценка эффективности выявления метастазов в лимфоузлах с помощью микроскопии с ультрафиолетовым поверхностным возбуждением (MUSE).

Материалы и методы. Исследованы 17 лимфатических узлов из архива Сеченовского университета, собранных во время операции у 6 пациентов с раком желудка.

Мы использовали инновационную оптическую систему MUSE, состоящую из трех УФ-светодиодов (265 нм) и микроскопа Axio Scope A1 (Carl Zeiss, Германия) с различными объективами. Предложена новая комбинация флуоресцентных красителей — Nile red и Hoechst, которая ранее не использовалась при MUSE.

Результаты. Комбинация красителей Nile red и Hoechst обеспечила получение высококонтрастного изображения, на котором ядра окрашены в синий цвет, а цитоплазма — в оранжево-красный. Это позволило информативно визуализировать клетки аденокарциномы желудка, характеризующиеся обильными цитоплазматическими компонентами и крупными полиморфными ядрами. Наличие полостей неправильной формы, образованных метастазами аденокарциномы, также было обнаружено с помощью MUSE.

Заключение. Биофотоника предлагает альтернативные подходы к визуализации тканей, но традиционные методы по-прежнему остаются непревзойденными в точности обнаружения метастазов рака и других патологий. Для того чтобы такие методы, как MUSE, можно было применять в интраоперационной диагностике, необходимы дальнейшее совершенствование протоколов визуализации и расширенные исследования для других типов рака.

Feldman A.T., Wolfe D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods Mol Biol 2014; 1180: 31–43, https://doi.org/10.1007/978-1-4939-1050-2_3.
TNM-atlas: illustrated guide to the TNM/pTNM-classification of malignant tumours. Spiessl B., Hermanek P., Scheibe O., Wagner G., Kerl U. (eds). Springer Science & Business Media; 2013.
Mariette C., Piessen G., Briez N., Triboulet J.P. The number of metastatic lymph nodes and the ratio between metastatic and examined lymph nodes are independent prognostic factors in esophageal cancer regardless of neoadjuvant chemoradiation or lymphadenectomy extent. Ann Surg 2008; 247(2): 365–371, https://doi.org/10.1097/SLA.0b013e31815aaadf.
Lawrence W.D.; Association of Directors of Anatomic and Surgical Pathology. ADASP recommendations for processing and reporting of lymph node specimens submitted for evaluation of metastatic disease. Virchows Arch 2001; 439(5): 601–603, https://doi.org/10.1007/s004280100412.
Turner R.R., Ollila D.W., Krasne D.L., Giuliano A.E. Histopathologic validation of the sentinel lymph node hypothesis for breast carcinoma. Ann Surg 1997; 226(3): 271–278, https://doi.org/10.1097/00000658-199709000-00006.
Yang H., Zhang S., Liu P., Cheng L., Tong F., Liu H., Wang S., Liu M., Wang C., Peng Y., Xie F., Zhou B., Cao Y., Guo J., Zhang Y., Ma Y., Shen D., Xi P., Wang S. Use of high-resolution full-field optical coherence tomography and dynamic cell imaging for rapid intraoperative diagnosis during breast cancer surgery. Cancer 2020; 126(Suppl 16): 3847–3856, https://doi.org/10.1002/cncr.32838.
Tyszka J.M., Fraser S.E., Jacobs R.E. Magnetic resonance microscopy: recent advances and applications. Curr Opin Biotechnol 2005; 16(1): 93–99, https://doi.org/10.1016/j.copbio.2004.11.004.
Kantere D., Siarov J., De Lara S., Parhizkar S., Olofsson Bagge R., Wennberg Larkö A., Ericson M.B. Label‐free laser scanning microscopy targeting sentinel lymph node diagnostics: a feasibility study ex vivo. Translational Biophotonics 2020; 2(3), https://doi.org/10.1002/tbio.202000002.
Kong K., Kendall C., Stone N., Notingher I. Raman spectroscopy for medical diagnostics — from in-vitro biofluid assays to in-vivo cancer detection. Adv Drug Deliv Rev 2015; 89: 121–134, https://doi.org/10.1016/j.addr.2015.03.009.
Sattlecker M., Bessant C., Smith J., Stone N. Investigation of support vector machines and Raman spectroscopy for lymph node diagnostics. Analyst 2010; 135(5): 895–901, https://doi.org/10.1039/b920229c.
Fereidouni F., Harmany Z.T., Tian M., Todd A., Kintner J.A., McPherson J.D., Borowsky A.D., Bishop J., Lechpammer M., Demos S.G., Levenson R. Microscopy with ultraviolet surface excitation for rapid slide-free histology. Nat Biomed Eng 2017; 1(12): 957–966, https://doi.org/10.1038/s41551-017-0165-y.
Liu Y., Rollins A.M., Levenson R.M., Fereidouni F., Jenkins M.W. Pocket MUSE: an affordable, versatile and high-performance fluorescence microscope using a smartphone. Commun Biol 2021; 4(1): 334, https://doi.org/10.1038/s42003-021-01860-5.
Cooper D.J., Huang C., Klavins D.A., Fauver M.E., Carson M.D., Fereidouni F., Dintzis S., Galambos C., Levenson R.M., Seibel E.J. CoreView: fresh tissue biopsy assessment at the bedside using a millifluidic imaging chip. Lab Chip 2022; 22(7): 1354–1364, https://doi.org/10.1039/d1lc01142a.
Kolluru C., Todd A., Upadhye A.R., Liu Y., Berezin M.Y., Fereidouni F., Levenson R.M., Wang Y., Shoffstall A.J., Jenkins M.W., Wilson D.L. Imaging peripheral nerve micro-anatomy with MUSE, 2D and 3D approaches. Sci Rep 2022; 12(1): 10205, https://doi.org/10.1038/s41598-022-14166-1.
Yoshitake T., Giacomelli M.G., Quintana L.M., Vardeh H., Cahill L.C., Faulkner-Jones B.E., Connolly J.L., Do D., Fujimoto J.G. Rapid histopathological imaging of skin and breast cancer surgical specimens using immersion microscopy with ultraviolet surface excitation. Sci Rep 2018; 8(1): 4476, https://doi.org/10.1038/s41598-018-22264-2.
Fereidouni F., Mitra A.D., Demos S., Levenson R. Microscopy with UV surface excitation (MUSE) for slide-free histology and pathology imaging. Optical Biopsy XIII: Toward Real-Time Spectroscopic Imaging and Diagnosis 2015; 9318: 46–51.
Levenson R., Fereidouni F., Harmany Z., Tan M., Lechpammer M., Demos S. Slide-free microscopy via UV surface excitation. Microscopy and Microanalysis 2016; 22: 1002–1003, https://doi.org/10.1017/s1431927616005857.
Xie W., Chen Y., Wang Y., Wei L., Yin C., Glaser A.K., Fauver M.E., Seibel E.J., Dintzis S.M., Vaughan J.C., Reder N.P., Liu J.T.C. Microscopy with ultraviolet surface excitation for wide-area pathology of breast surgical margins. J Biomed Opt 2019; 24(2): 1–11, https://doi.org/10.1117/1.JBO.24.2.026501.
Matsumoto T., Niioka H., Kumamoto Y., Sato J., Inamori O., Nakao R., Harada Y., Konishi E., Otsuji E., Tanaka H., Miyake J., Takamatsu T. Deep-UV excitation fluorescence microscopy for detection of lymph node metastasis using deep neural network. Sci Rep 2019; 9(1): 16912, https://doi.org/10.1038/s41598-019-53405-w.
Greenspan P., Fowler S.D. Spectrofluorometric studies of the lipid probe, nile red. J Lipid Res 1985; 26(7): 781–789.

Denisenko G.M., Valieva Y.M., Solovyeva S.E., Serejnikova N.B., Petrov V.A., Budylin G.S., Timashev P.S., Fayzullin A.L. Visualization of Gastric Adenocarcinoma Lymph Node Metastases by Microscopy with Ultraviolet Surface Excitation. Sovremennye tehnologii v medicine 2024; 16(6): 25, https://doi.org/10.17691/stm2024.16.6.03