Децеллюляризированный каркас нерва в модели обширного повреждения периферического нерва крыс

Цель исследования — разработка модифицированного протокола децеллюляризации седалищного периневрия крыс и оценка его эффективности на модели протяженного дефекта периферического нерва у крыс.

Материалы и методы. Описан модифицированный детергентно-ферментативный протокол создания децеллюляризированного каркаса нерва. Процесс децеллюляризации (24 ч) включал последовательную обработку седалищного нерва крыс растворами трипсина–версена, 1% Triton X-100, 4% дезоксихолата натрия, а также фосфатно-буферным раствором и панкреатической ДНКазой I. Моделировали протяженный дефект седалищного нерва (15±2 мм), имплантировали аутотрансплантаты или децеллюляризированные нервные каркасы крысам линии Wistar. Восстановление нерва оценивали на 90-й день после имплантации с использованием иммуногистохимического анализа с подсчетом общего количества нервных волокон, интактных двигательных и миелинизированных волокон.

Результаты. Результаты гистологического исследования и окраски DAPI показали полное разрушение и вымывание ядерного материала при сохранении общей архитектуры нерва после удаления клеточных элементов. Содержание ДНК в децеллюляризированных каркасах составило 48,17±4,25 нг/мг ткани, в то время как в нативном нерве — 221,51±1,36 нг/мг. Анализ тканевой реакции на подкожную имплантацию децеллюляризированного нерва продемонстрировал отсутствие макрофагов. Гистологическая оценка выявила умеренное количество интактных нервных волокон в ортотопически имплантированном децеллюляризированном каркасе (835,6 [804,2; 866,0] на 1 мм² ткани) по сравнению с аутотрансплантатом (1284,1 [1190,5; 1316,0] на 1 мм² ткани). Имплантация децеллюляризированного нерва способствовала увеличению количества мелких миелинизированных волокон и восстановлению двигательных и чувствительных нервных волокон.

Заключение. Использование детергентно-ферментативной децеллюляризации седалищного нерва крыс продемонстрировало высокую эффективность, что подтверждалось отсутствием ядерного материала при сохранении гистологической структуры нерва. Наличие достаточного количества шванновских клеток через 3 мес имплантации и формирование периневрия являются положительными характеристиками при оценке эффективности протокола децеллюляризации нерва. Таким образом, децеллюляризированный каркас нерва представляет собой перспективную альтернативу аутотрансплантатам при лечении обширных дефектов периферических нервов.

1. Jahromi M., Razavi S., Bakhtiari A. The advances in nerve tissue engineering: from fabrication of nerve conduit to in vivo nerve regeneration assays. J Tissue Eng Regen Med 2019; 13(11): 2077–2100, https://doi.org/10.1002/term.2945.
2. Boriani F., Fazio N., Bolognesi F., Pedrini F.A., Marchetti C., Baldini N. Noncellular modification of acellular nerve allografts for peripheral nerve reconstruction: a systematic critical review of the animal literature. World Neurosurg 2019; 122: 692–703.e2, https://doi.org/10.1016/j.wneu.2018.10.195.
3. Brown M., Li J., Moraes C., Tabrizian M., Li-Jessen N.Y.K. Decellularized extracellular matrix: new promising and challenging biomaterials for regenerative medicine. Biomaterials 2022; 289: 121786, https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2022.121786.
4. Zhang X., Chen X., Hong H., Hu R., Liu J., Liu C. Decellularized extracellular matrix scaffolds: recent trends and emerging strategies in tissue engineering. Bioact Mater 2021; 10: 15–31, https://doi.org/10.1016/j.bioactmat.2021.09.014.
5. Ikegami Y., Ijima H. Decellularization of nervous tissues and clinical application. Adv Exp Med Biol 2021; 1345: 241–252, https://doi.org/10.1007/978-3-030-82735-9_19.
6. Wüthrich T., Lese I., Haberthür D., Zubler C., Hlushchuk R., Hewer E., Maistriaux L., Gianello P., Lengelé B., Rieben R., Vögelin E., Olariu R., Duisit J., Taddeo A. Development of vascularized nerve scaffold using perfusion-decellularization and recellularization. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl 2020; 117: 111311, https://doi.org/10.1016/j.msec.2020.111311.
7. Xu S., Lu F., Cheng L., Li C., Zhou X., Wu Y., Chen H., Zhang K., Wang L., Xia J., Yan G., Qi Z. Preparation and characterization of small-diameter decellularized scaffolds for vascular tissue engineering in an animal model. Biomed Eng Online 2017; 16(1): 55, https://doi.org/10.1186/s12938-017-0344-9.
8. Gilpin A., Yang Y. Decellularization strategies for regenerative medicine: from processing techniques to applications. Biomed Res Int 2017; 2017: 9831534, https://doi.org/10.1155/2017/9831534.
9. Philips C., Cornelissen M., Carriel V. Evaluation methods as quality control in the generation of decellularized peripheral nerve allografts. J Neural Eng 2018; 15(2): 021003, https://doi.org/10.1088/1741-2552/aaa21a.
10. ГОСТ ISO 10993-5—2011. Изделия медицинские. Оценка биологического действия медицинских изделий. Часть 5. Исследования на цитотоксичность: методы in vitro. М: Стандартинформ; 2010.
11. Nasrollahi Nia F., Asadi A., Zahri S., Abdolmaleki A. Biosynthesis, characterization and evaluation of the supportive properties and biocompatibility of DBM nanoparticles on a tissue-engineered nerve conduit from decellularized sciatic nerve. Regen Ther 2020; 14: 315–321, https://doi.org/10.1016/j.reth.2020.03.004.
12. Kuna V.K., Lundgren A., Anerillas L.O., Kelk P., Brohlin M., Wiberg M., Kingham P.J., Novikova L.N., Andersson G., Novikov L.N. Efficacy of nerve-derived hydrogels to promote axon regeneration is influenced by the method of tissue decellularization. Int J Mol Sci 2022; 23(15): 8746, https://doi.org/10.3390/ijms23158746.
13. McCrary M.W., Vaughn N.E., Hlavac N., Song Y.H., Wachs R.A., Schmidt C.E. Novel sodium deoxycholate-based chemical decellularization method for peripheral nerve. Tissue Eng Part C Methods 2020; 26(1): 23–36, https://doi.org/10.1089/ten.TEC.2019.0135.
14. Nakada M., Itoh S., Tada K., Matsuta M., Murai A., Tsuchiya H. Effects of hybridization of decellularized allogenic nerves with adipose-derive stem cell sheets to facilitate nerve regeneration. Brain Res 2020; 1746: 147025, https://doi.org/10.1016/j.brainres.2020.147025.
15. Zaminy A., Sayad-Fathi S., Kasmaie F.M., Jahromi Z., Zendedel A. Decellularized peripheral nerve grafts by a modified protocol for repair of rat sciatic nerve injury. Neural Regen Res 2021; 16(6): 1086–1092, https://doi.org/10.4103/1673-5374.300449.
16. Philips C., Campos F., Roosens A., Sánchez-Quevedo M.D.C., Declercq H., Carriel V. Qualitative and quantitative evaluation of a novel detergent-based method for decellularization of peripheral nerves. Ann Biomed Eng 2018; 46(11): 1921–1937, https://doi.org/10.1007/s10439-018-2082-y.
17. Crapo P.M., Gilbert T.W., Badylak S.F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials 2011; 32(12): 3233–3243, https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2011.01.057.
18. Topuz B., Aydin H.M. Preparation of decellularized optic nerve grafts. Artif Organs 2022; 46(4): 618–632, https://doi.org/10.1111/aor.14098.
19. Wang Q., Zhang C., Zhang L., Guo W., Feng G., Zhou S., Zhang Y., Tian T., Li Z., Huang F. The preparation and comparison of decellularized nerve scaffold of tissue engineering. J Biomed Mater Res A 2014; 102(12): 4301–4308, https://doi.org/10.1002/jbm.a.35103.
20. Contreras E., Traserra S., Bolívar S., Forés J., Jose-Cunilleras E., García F., Delgado-Martínez I., Holmgren S., Strehl R., Udina E., Navarro X. Repair of long nerve defects with a new decellularized nerve graft in rats and in sheep. Cells 2022; 11(24): 4074, https://doi.org/10.3390/cells11244074.

Rusinova T.V., Vinogradov R.A., Asyakina A.S., Chuprynin G.P., Fomenko A.A., Solop E.A., Melkonyan K.I. Decellularized Nerve Scaffold in a Rat Model of Extensive Peripheral Nerve Damage. Sovremennye tehnologii v medicine 2025; 17(6): 16, https://doi.org/10.17691/stm2025.17.6.02