Применение портативного биопринтера для терапии ишемических ран: пилотное исследование

Д.П. Ревокатова, Я.И. Христидис, А.Л. Файзуллин, Б.П. Ершов, Д.И. Ларионов, И.В. Нестеренко, А.И. Шпичка, П.С. Тимашев

Ключевые слова: сфероиды; биочернила; in situ биопечать; незаживающие раны; ишемические раны.

2026, том 18, номер 1, стр. 23.

DOI: https://doi.org/10.17691/stm2026.18.1.02

Полный текст статьи

html pdf

Аннотация
Список литературы
Как цитировать в References

Цель исследования — разработка нового подхода к восстановлению незаживающих ран с использованием портативного биопринтера «Биоган» с чернилами на основе фибрин-желатинового гидрогеля и сфероидов из мезенхимных стромальных клеток (МСК) жировой ткани на модели ишемической раны свиньи.

Материалы и методы. Для моделирования раны использовали титановые уплотнительные кольца, которые механически сдавливали кожу, создавая локальную ишемическую рану. Через сутки кольца снимали и иссекали эпидермис кожи. Лечение проводили спустя сутки и 2 нед после нанесения раны. Для этого на поверхность раны с использованием портативного биопринтера «Биоган» (прототип разработан авторами) наносили комбинированные чернила. Равномерное смешивание биочернил на основе фибрин-желатинового гидрогеля и сфероидов из МСК жировой ткани человека обеспечивал адаптированный пассивный смеситель. В течение 36 дней оценивали скорость закрывания раны и затем проводили гистологический анализ.

Результаты. Применение чернил на основе фибрин-желатинового гидрогеля и сфероидов из МСК жировой ткани значительно ускоряет заживление, о чем свидетельствует уменьшение площади раны по сравнению с контрольной группой и просто гидрогелем, а также полное восстановление всех слоев кожи к 36-му дню. Терапевтический эффект разработанного подхода обусловлен именно сфероидами, входящими в состав биочернил, а не гидрогелем. Применение разработанного смесителя не снижает жизнеспособность клеток и обеспечивает удобное нанесение чернил на поверхность раны.

Vargas Guerrero M.G., Vonken L., Peters E., Lucchesi J., Arts J.J.C. Material technologies for improved diabetic foot ulcer (DFU) treatment: a questionnaire study of healthcare professionals' needs. Biomedicines 2024; 12(11): 2483, https://doi.org/10.3390/biomedicines12112483.
Waibel F.W.A., Uçkay I., Soldevila-Boixader L., Sydler C., Gariani K. Current knowledge of morbidities and direct costs related to diabetic foot disorders: a literature review. Front Endocrinol (Lausanne) 2024; 14: 1323315, https://doi.org/10.3389/fendo.2023.1323315.
Coruh A., Yontar Y. Application of split-thickness dermal grafts in deep partial- and full-thickness burns: a new source of auto-skin grafting. J Burn Care Res 2012; 33(3): e94–e100, https://doi.org/10.1097/BCR.0b013e31823499e9.
Lesher A.P., Curry R.H., Evans J., Smith V.A., Fitzgerald M.T., Cina R.A., Streck C.J., Hebra A.V. Effectiveness of Biobrane for treatment of partial-thickness burns in children. J Pediatr Surg 2011; 46(9): 1759–1763, https://doi.org/10.1016/j.jpedsurg.2011.03.070.
Gibbs S., Spiekstra S.W. Epidermal equivalent (EE) potency assay. In: Eskes C., van Vliet E., Maibach H. (editors). Alternatives for dermal toxicity testing. Springer, Cham; 2017, https://doi.org/10.1007/978-3-319-50353-0_20.
Normand J., Karasek M.A. A method for the isolation and serial propagation of keratinocytes, endothelial cells, and fibroblasts from a single punch biopsy of human skin. In Vitro Cell Dev Biol Anim 1995; 31(6): 447–455, https://doi.org/10.1007/BF02634257.
Kirsner R.S., Marston W.A., Snyder R.J., Lee T.D., Cargill D.I., Slade H.B. Spray-applied cell therapy with human allogeneic fibroblasts and keratinocytes for the treatment of chronic venous leg ulcers: a phase 2, multicentre, double-blind, randomised, placebo-controlled trial. Lancet 2012; 380(9846): 977–985, https://doi.org/10.1016/S0140-6736(12)60644-8.
Rai V., Moellmer R., Agrawal D.K. Role of fibroblast plasticity and heterogeneity in modulating angiogenesis and healing in the diabetic foot ulcer. Mol Biol Rep 2023; 50(2): 1913–1929, https://doi.org/10.1007/s11033-022-08107-4.
Zhong J., Wang H., Yang K., Wang H., Duan C., Ni N., An L., Luo Y., Zhao P., Gou Y., Sheng S., Shi D., Chen C., Wagstaff W., Hendren-Santiago B., Haydon R.C., Luu H.H., Reid R.R., Ho S.H., Ameer G.A., Shen L., He T.C., Fan J. Reversibly immortalized keratinocytes (iKera) facilitate re-epithelization and skin wound healing: potential applications in cell-based skin tissue engineering. Bioact Mater 2021; 9: 523–540, https://doi.org/10.1016/j.bioactmat.2021.07.022.
Benchaprathanphorn K., Muangman P., Chinaroonchai K., Namviriyachote N., Ampawong S., Angkhasirisap W., Kengkoom K., Viravaidya-Pasuwat K. Translational application of human keratinocyte-fibroblast cell sheets for accelerated wound healing in a clinically relevant type 2 diabetic rat model. Cytotherapy 2024; 26(4): 360–371, https://doi.org/10.1016/j.jcyt.2024.01.003.
Rodgers K., Jadhav S.S. The application of mesenchymal stem cells to treat thermal and radiation burns. Adv Drug Deliv Rev 2018; 123: 75–81, https://doi.org/10.1016/j.addr.2017.10.003.
Wu Q., Chen B., Liang Z. Mesenchymal stem cells as a prospective therapy for the diabetic foot. Stem Cells Int 2016; 2016: 4612167, https://doi.org/10.1155/2016/4612167.
Berlanga-Acosta J.A., Guillén-Nieto G.E., Rodríguez-Rodríguez N., Mendoza-Mari Y., Bringas-Vega M.L., Berlanga-Saez J.O., García Del Barco Herrera D., Martinez-Jimenez I., Hernandez-Gutierrez S., Valdés-Sosa P.A. Cellular senescence as the pathogenic hub of diabetes-related wound chronicity. Front Endocrinol (Lausanne) 2020; 11: 573032, https://doi.org/10.3389/fendo.2020.573032.
Dos Santos J.F., Borçari N.R., da Silva Araújo M., Nunes V.A. Mesenchymal stem cells differentiate into keratinocytes and express epidermal kallikreins: towards an in vitro model of human epidermis. J Cell Biochem 2019; 120(8): 13141–13155, https://doi.org/10.1002/jcb.28589.
Guillamat-Prats R. The role of MSC in wound healing, scarring and regeneration. Cells 2021; 10(7): 1729, https://doi.org/10.3390/cells10071729.
Cao Y., Yan J., Dong Z., Wang J., Jiang X., Cui T., Huang Y., Liu H. Adipose-derived mesenchymal stem cells are ideal for the cell-based treatment of refractory wounds: strong potential for angiogenesis. Stem Cell Rev Rep 2024; 20(1): 313–328, https://doi.org/10.1007/s12015-023-10641-y.
Almalki S.G. Adipose-derived mesenchymal stem cells and wound healing: potential clinical applications in wound repair. Saudi Med J 2022; 43(10): 1075–1086, https://doi.org/10.15537/smj.2022.43.10.20220522.
Ravi M., Paramesh V., Kaviya S.R., Anuradha E., Solomon F.D. 3D cell culture systems: advantages and applications. J Cell Physiol 2015; 230(1): 16–26, https://doi.org/10.1002/jcp.24683.
Gorkun A.A., Revokatova D.P., Zurina I.M., Nikishin D.A., Bikmulina P.Y., Timashev P.S., Shpichka A.I., Kosheleva N.V., Kolokoltsova T.D., Saburina I.N. The duo of osteogenic and angiogenic differentiation in ADSC-derived spheroids. Front Cell Dev Biol 2021; 9: 572727, https://doi.org/10.3389/fcell.2021.572727.
Pleguezuelos-Beltrán P., Gálvez-Martín P., Nieto-García D., Marchal J.A., López-Ruiz E. Advances in spray products for skin regeneration. Bioact Mater 2022; 16: 187–203, https://doi.org/10.1016/j.bioactmat.2022.02.023.
Nuutila K., Katayama S., Laitinen A., Siltanen A., Patrikoski M., Valtonen J., Kankainen M., Kerkelä E., Kaartinen T., Juteau S., Korhonen M., Vuola J., Kankuri E. ATMP-classified, scalable, autologous cell spray for the treatment of skin wounds and assessment of its effects on wound healing clinically and on a molecular level. Burns 2023; 49(5): 1144–1156, https://doi.org/10.1016/j.burns.2022.09.006.
Albanna M., Binder K.W., Murphy S.V., Kim J., Qasem S.A., Zhao W., Tan J., El-Amin I.B., Dice D.D., Marco J., Green J., Xu T., Skardal A., Holmes J.H., Jackson J.D., Atala A., Yoo J.J. In situ bioprinting of autologous skin cells accelerates wound healing of extensive excisional full-thickness wounds. Sci Rep 2019; 9(1): 1856, https://doi.org/10.1038/s41598-018-38366-w.
Harkin D.G., Dawson R.A., Upton Z. Optimized delivery of skin keratinocytes by aerosolization and suspension in fibrin tissue adhesive. Wound Repair Regen 2006; 14(3): 354–363, https://doi.org/10.1111/j.1743-6109.2006.00132.x.
Pazhouhnia Z., Beheshtizadeh N., Namini M.S., Lotfibakhshaiesh N. Portable hand-held bioprinters promote in situ tissue regeneration. Bioeng Transl Med 2022; 7(3): e10307, https://doi.org/10.1002/btm2.10307.
Singer A.J., Toussaint J., Chung W.T., McClain S.A., Clark R.A.F., Asculai E., Geblinger D., Rosenberg L. Development of a contaminated ischemic porcine wound model and the evaluation of bromelain based enzymatic debridement. Burns 2018; 44(4): 896–904, https://doi.org/10.1016/j.burns.2017.07.022.

Revokatova D.P., Khristidis Y.I., Fayzullin A.L., Ershov B.P., Larionov D.I., Nesterenko I.V., Shpichka A.I., Timashev P.S. Portable Bioprinter in Ischemic Wound Therapy: a Pilot Study. Sovremennye tehnologii v medicine 2026; 18(1): 23, https://doi.org/10.17691/stm2026.18.1.02