Ключевые слова: радикал HOO•; аскорбиновая кислота; мононуклеарные клетки; внеклеточные ДНК-сети; интернализация; внутриклеточные активные формы кислорода; флуоресценция.
- Аннотация
- Список литературы
- Как цитировать в References
Цель исследования — выявить регуляторный потенциал аскорбиновой кислоты и радикалов НОО• в процессах формирования внеклеточных ДНК-сетей и в интернализационной активности мононуклеарных клеток крови и селезенки крыс.
Материалы и методы. Изолированные мононуклеарные клетки крови и селезенки крыс подвергали воздействию аскорбиновой кислоты (10 и 50 мкМ), гидропероксильных радикалов (HOO•) и их комбинации. Оценивали следующие параметры: мембранотоксичность (с трипановым синим), интернализационную активность клеток с частицами латекса (эндоцитоз), образование внеклеточных ДНК-сетей, внутриклеточную кинетику образования активных форм кислорода (проточная цитометрия с внутриклеточным флуоресцентным зондом — DHR123), флуоресценцию триптофана, уровень гликированных белков и окислительно-восстановительный баланс клеток (НАД+ и НАДH).
Результаты. Аскорбиновая кислота в концентрации 10 и 50 мкМ блокировала образование внеклеточных ДНК-сетей. Концентрация 50 мкМ оказывала мембранотоксическое действие. При этой концентрации наблюдалось снижение флуоресценции триптофана, увеличение количества гликированных белков и сдвиг окислительно-восстановительных реакций в сторону окисления (возрастание НАД+ и снижение НАДH).
Радикалы HOO• в концентрациях ≥200 мкМ продемонстрировали концентрационно-зависимые эффекты: стимуляцию эндоцитоза, возрастание образования внеклеточных ДНК-сетей и внутриклеточных активных форм кислорода. Радикалы HOO• в концентрации 600 мкМ снижали уровень флуоресценции триптофана и коферментов НАД+ и НАДH. Эффекты активации эндоцитоза и образования внеклеточных ДНК-сетей в ответ на воздействие радикалов HOO• были наиболее выражены у мононуклеарных клеток селезенки.
Анализ комбинированного действия радикалов HOO• и аскорбиновой кислоты показал, что аскорбиновая кислота в концентрации 10 мкМ защищала клетки от мембранотоксического действия радикалов HOO• и снижала образование внеклеточных ДНК-сетей, вызванных действием радикала HOO•. Аскорбиновая кислота в концентрации 50 мкМ усиливала мембранотоксический эффект радикалов HOO• и снижала интернализационную активность мононуклеарных клеток.
Заключение. Установлено, что концентрация радикалов HOO• ≥200 мкМ стимулирует интернализационную активность мононуклеарных клеток и внутриклеточную генерацию активных форм кислорода, в то время как концентрация радикалов HOO• 600 мкМ вызывает снижение уровней и окисленных, и восстановленных форм коферментов, а также увеличивает образование внеклеточных ДНК-сетей. Аскорбиновая кислота в концентрации 10 мкМ проявляет антиоксидантные свойства и защищает клетки от повреждающего действия радикалов HOO•, а в концентрации 50 мкМ работает как синергический прооксидант, усиливает мембранотоксическое действие радикалов и снижает интернализационную активность клеток.
1. Gęgotek A., Skrzydlewska E. Antioxidative and anti-inflammatory activity of ascorbic acid. Antioxidants (Basel) 2022; 11(10): 1993, https://doi.org/10.3390/antiox11101993.
2. Kaźmierczak-Barańska J., Boguszewska K., Adamus-Grabicka A., Karwowski B.T. Two faces of vitamin C-antioxidative and pro-oxidative agent. Nutrients 2020; 12(5): 1501, https://doi.org/10.3390/nu12051501.
3. Kumar S., Srivastava V.K., Kaushik S., Saxena J., Jyoti A. Free radicals, mitochondrial dysfunction and sepsis-induced organ dysfunction: a mechanistic insight. Curr Pharm Des 2024; 30(3): 161–168, https://doi.org/10.2174/0113816128279655231228055842.
4. Fiallos Barrionuevo K.M., Gorshkova E.N., Ivanova I.P. Redox dynamics in rat blood mononuclear cells during phagocytosis and post-exposure to ultraviolet radiation in vitro. Opera Med Physiol 2025; 12(2): 13–26. URL: https://operamedphys.org/content/redox-dynamics-rat-blood-mononuclear-cells-during-phagocytosis-and-....
5. Melbouci D., Haidar Ahmad A., Decker P. Neutrophil extracellular traps (NET): not only antimicrobial but also modulators of innate and adaptive immunities in inflammatory autoimmune diseases. RMD Open 2023; 9(3): e003104, https://doi.org/10.1136/rmdopen-2023-003104.
6. Hume D.A., Caruso M., Keshvari S., Patkar O.L., Sehgal A., Bush S.J., Summers K.M., Pridans C., Irvine K.M. The mononuclear phagocyte system of the rat. J Immunol 2021; 206(10): 2251–2263, https://doi.org/10.4049/jimmunol.2100136.
7. Mamtimin M., Pinarci A., Han C., Braun A., Anders H.J., Gudermann T., Mammadova-Bach E. Extracellular DNA traps: origin, function and implications for anti-cancer therapies. Front Oncol 2022; 12: 869706, https://doi.org/10.3389/fonc.2022.869706.
8. Ibrahim N., Knöbl V., Hayden H., Bauer W.M., Worel N., Neumayer C., Brostjan C. Human monocyte subsets differ in their capacity to form extracellular traps. Cell Death Discov 2024; 10(1): 281, https://doi.org/10.1038/s41420-024-02034-y.
9. Фиайос Баррионуэво К.М., Иванова И.П. Источники образования внеклеточных нуклеиновых кислот в организме. В кн.: Высшая школа: научные исследования. Материалы Межвузовского международного конгресса. М: Инфинити; 2023; с. 83–92.
10. Morris G., Gevezova M., Sarafian V., Maes M. Redox regulation of the immune response. Cell Mol Immunol 2022; 19(10): 1079–1101, https://doi.org/10.1038/s41423-022-00902-0.
11. Sriwarom A., Chiewchengchol D., Saithong S., Worasilchai N., Chindamporn A. Neutrophil extracellular traps and phagocytosis in Pythium insidiosum. PLoS One 2023; 18(1): e0280565, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0280565.
12. Piskarev I.M. Features of the impact of pulsed radiation of hot plasma on water and aqueous solutions. Plasma Chemistry and Plasma Processing 2021; 41(5): 1347–1361, https://doi.org/10.1007/s11090-021-10188-1.
13. Piskarev I.M., Ivanova I.P., Trofimova S.V., Aristova N.A. Formation of active species in spark discharge and their possible use. High Energy Chem 2012; 46(5): 343–348, https://doi.org/10.1134/s0018143912050050.
14. Ude A., Afi-Leslie K., Okeke K., Ogbodo E. Trypan blue exclusion assay, neutral red, acridine orange and propidium iodide. In: Cytotoxicity — understanding cellular damage and response. IntechOpen; 2023, https://doi.org/10.5772/intechopen.105699.
15. Meščić Macan A., Gazivoda Kraljević T., Raić-Malić S. Therapeutic perspective of vitamin C and its derivatives. Antioxidants (Basel) 2019; 8(8): 247, https://doi.org/10.3390/antiox8080247.
16. Alberts A., Moldoveanu E.T., Niculescu A.G., Grumezescu A.M. Vitamin C: a comprehensive review of its role in health, disease prevention, and therapeutic potential. Molecules 2025; 30(3): 748, https://doi.org/10.3390/molecules30030748.
17. Fujii J., Osaki T., Bo T. Ascorbate is a primary antioxidant in mammals. Molecules 2022; 27(19): 6187, https://doi.org/10.3390/molecules27196187.
18. Gulcin İ., Alwasel S.H. Fe3+ reducing power as the most common assay for understanding the biological functions of antioxidants. Processes 2025; 13(5): 1296, https://doi.org/10.3390/pr13051296.
19. Mussa A., Hamid M., Hajissa K., Murtadha A.H., Al-Hatamleh M.A.I., Mokhtar N.F., Uskoković V., Plebanski M., Mohamud R., Hassan R. Pharmacological vitamin C-induced high H2O2 generation mediates apoptotic cell death by caspase 3/7 activation in breast cancer tumor spheroids.
J Transl Med 2025; 23(1): 31, https://doi.org/10.1186/s12967-024-06016-7.
20. Baschieri A., Jin Z., Amorati R. Hydroperoxyl radical (HOO•) as a reducing agent: unexpected synergy with antioxidants. A review. Free Radic Res 2023; 57(2): 115–129, https://doi.org/10.1080/10715762.2023.2212121.
21. Imlay J.A. the barrier properties of biological membranes dictate how cells experience oxidative stress. Mol Microbiol 2025; 123(5): 454–463, https://doi.org/10.1111/mmi.15353.
22. Turell L., Zeida A., Trujillo M. Mechanisms and consequences of protein cysteine oxidation: the role of the initial short-lived intermediates. Essays Biochem 2020; 64(1): 55–66, https://doi.org/10.1042/EBC20190053.
23. Chai Z., Zhou Y., Hossain S., Huynh K., Hajimirzaei S., Zhang Y., Qi J., Zhang G., Li Z., Wei Y. Cardiolipin's multifaceted role in immune response: a focus on interacting proteins. Front Immunol 2025; 16: 1680326, https://doi.org/10.3389/fimmu.2025.1680326.
24. Gulcin İ. Antioxidants: a comprehensive review. Arch Toxicol 2025; 99(5): 1893–1997, https://doi.org/10.1007/s00204-025-03997-2.
25. Foyer C.H., Kunert K. The ascorbate-glutathione cycle coming of age. J Exp Bot 2024; 75(9): 2682–2699, https://doi.org/10.1093/jxb/erae023.
26. Badu-Boateng C., Naftalin R.J. Ascorbate and ferritin interactions: Consequences for iron release in vitro and in vivo and implications for inflammation. Free Radic Biol Med 2019; 133: 75–87, https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2018.09.041.
27. Sendtner N., Seitz R., Brandl N., Müller M., Gülow K. Reactive oxygen species across death pathways: gatekeepers of apoptosis, ferroptosis, pyroptosis, paraptosis, and beyond. Int J Mol Sci 2025; 26(20): 10240, https://doi.org/10.3390/ijms262010240.
28. Aleixo-Silva R.L., Domingos R.M., Trujillo M., Gomes F., Machado L.O., Oliveira C.L.P., Baldini R., Netto L.E.S. Interaction between 1-Cys peroxiredoxin and ascorbate in the response to H2O2 exposure in Pseudomonas aeruginosa. Redox Biol 2025; 84: 103658, https://doi.org/10.1016/j.redox.2025.103658.
29. Sies H. Hydrogen peroxide as a central redox signaling molecule in physiological oxidative stress: oxidative eustress. Redox Biol 2017; 11: 613–619, https://doi.org/10.1016/j.redox.2016.12.035.
30. Welsh C.L., Madan L.K. Protein tyrosine phosphatase regulation by reactive oxygen species. Adv Cancer Res 2024; 162: 45–74, https://doi.org/10.1016/bs.acr.2024.05.002.
31. Zheng Y., Sun J., Luo Z., Li Y., Huang Y. Emerging mechanisms of lipid peroxidation in regulated cell death and its physiological implications. Cell Death Dis 2024; 15(11): 859, https://doi.org/10.1038/s41419-024-07244-x.
32. Devarie-Baez N.O., Silva Lopez E.I., Furdui C.M. Biological chemistry and functionality of protein sulfenic acids and related thiol modifications. Free Radic Res 2016; 50(2): 172–194, https://doi.org/10.3109/10715762.2015.1090571.
33. Sadžak A., Mravljak J., Maltar-Strmečki N., Arsov Z., Baranović G., Erceg I., Kriechbaum M., Strasser V., Přibyl J., Šegota S. The structural integrity of the model lipid membrane during induced lipid peroxidation: the role of flavonols in the inhibition of lipid peroxidation. Antioxidants (Basel) 2020; 9(5): 430, https://doi.org/10.3390/antiox9050430.
34. Peng M., Li N., Wang H., Li Y., Liu H., Luo Y., Lang B., Zhang W., Li S., Tian L., Liu B. Macrophages: subtypes, distribution, polarization, immunomodulatory functions, and therapeutics. MedComm (2020) 2025; 6(8): e70304, https://doi.org/10.1002/mco2.70304.
35. Vu P.C., Dang N.M., Jung J., Kim M.H., Lee M.G., Shim J., Hoang T.X., Kim J.Y. Comparative evaluation of isolation techniques and characterization of red pulp macrophages from pig splenocytes. Front Immunol 2025; 16: 1617203, https://doi.org/10.3389/fimmu.2025.1617203.
36. Ansari W.A., Srivastava K., Nasibullah M., Khan M.F. Reactive oxygen species (ROS): sources, generation, disease pathophysiology, and antioxidants. Discov Chem 2025; 2(1), https://doi.org/10.1007/s44371-025-00275-z.
37. Szarka A., Lőrincz T., Hajdinák P. Friend or foe: the relativity of (anti)oxidative agents and pathways. Int J Mol Sci 2022; 23(9), https://doi.org/10.3390/ijms23095188.
38. Bucarey J.L., Casas M., Espinosa A. Mitochondrial iron handling and lipid peroxidation as drivers of ferroptosis. Int J Mol Sci 2026; 27(5): 2232, https://doi.org/10.3390/ijms27052232.
39. Chen Y.S., Tian H.X., Rong D.C., Wang L., Chen S., Zeng J., Xu H., Mei J., Wang L.Y., Liou Y.L., Zhou H.H. ROS homeostasis in cell fate, pathophysiology, and therapeutic interventions. Mol Biomed 2025; 6(1): 89, https://doi.org/10.1186/s43556-025-00338-8.
40. de la Lastra J.M.P., Andrés C.M.C., Munguira E.B., Juan C.A., Pérez-Lebeña E. Pathophysiology of reactive oxygen species (ROS). Arch Toxicol 2026; 100(2): 475–513, https://doi.org/10.1007/s00204-025-04276-w.
41. Azzouz D., Palaniyar N. How do ROS induce NETosis? Oxidative DNA damage, DNA repair, and chromatin decondensation. Biomolecules 2024; 14(10): 1307, https://doi.org/10.3390/biom14101307.
42. Mohammed B.M., Fisher B.J., Kraskauskas D., Farkas D., Brophy D.F., Fowler A.A., Natarajan R. Vitamin C: a novel regulator of neutrophil extracellular trap formation. Nutrients 2013; 5(8): 3131–3151, https://doi.org/10.3390/nu5083131.
43. Moon D.O. Natural products targeting PAD4 in NETosis: structural and mechanistic insights into direct and indirect inhibition. Biomolecules 2026; 16(3), https://doi.org/10.3390/biom16030420.
44. Ouyang K., Oparaugo N., Nelson A.M., Agak G.W. T cell extracellular traps: tipping the balance between skin health and disease. Front Immunol 2022; 13: 900634, https://doi.org/10.3389/fimmu.2022.900634.
45. Fowler A.A. Vitamin C: rationale for its use in sepsis-induced acute respiratory distress syndrome (ARDS). Antioxidants (Basel) 2024; 13(1), https://doi.org/10.3390/antiox13010095.
46. Love L., Jütte B.B., Lindqvist B., Rohdjess H., Kieri O., Nowak P., Svensson J.P. PADI4-mediated citrullination of histone H3 stimulates HIV-1 transcription. Nat Commun 2025; 16(1): 5393, https://doi.org/10.1038/s41467-025-61029-0.
47. Fiallos Barrionuevo K.M., Vodeneev V.A., Trofimova C.V., Ivanova I.P. Impact of the hydroperoxyl radical (•OOH) on the redox metabolism of mononuclear cells during phagocytosis: an in vitro experimental study. Opera Med Physiol 2026; 13(1): 14–29, URL: https://operamedphys.org/content/impact-hydroperoxyl-radical-%E2%80%A2ooh-redox-metabolism-mononucle....
48. Muñoz-Sánchez G., Godínez-Méndez L.A., Fafutis-Morris M., Delgado-Rizo V. Effect of antioxidant supplementation on NET formation induced by LPS in vitro; the roles of vitamins E and C, glutathione, and N-acetyl cysteine. Int J Mol Sci 2023; 24(17), https://doi.org/10.3390/ijms241713162.
49. Isola S., Gammeri L., Furci F., Gangemi S., Pioggia G., Allegra A. Vitamin C supplementation in the treatment of autoimmune and onco-hematological diseases: from prophylaxis to adjuvant therapy. Int J Mol Sci 2024; 25(13): 7284, https://doi.org/10.3390/ijms25137284.
50. Wang F., Du R., Shang Y. Biological function of d-tryptophan: a bibliometric analysis and review. Front Microbiol 2025; 15: 1455540, https://doi.org/10.3389/fmicb.2024.1455540.
51. Ivanova I., Piskarev I. Molecular rearrangement in aromatic amino acids and proteins after reaction with hydroxyl and hydroperoxyl radicals and UV-C radiation. Molecules 2025; 30(20), https://doi.org/10.3390/molecules30204046.
52. Manoharan R.R., Prasad A., Pospíšil P., Kzhyshkowska J. ROS signaling in innate immunity via oxidative protein modifications. Front Immunol 2024; 15: 1359600, https://doi.org/10.3389/fimmu.2024.1359600.
53. Zhang Y., Zhang Z., Tu C., Chen X., He R. Advanced glycation end products in disease development and potential interventions. Antioxidants (Basel) 2025; 14(4), https://doi.org/10.3390/antiox14040492.
54. Li L., Zhuang Y., Zou X., Chen M., Cui B., Jiao Y., Cheng Y. Advanced glycation end products: a comprehensive review of their detection and occurrence in food. Foods 2023; 12(11), https://doi.org/10.3390/foods12112103.
55. Twarda-Clapa A., Olczak A., Białkowska A.M., Koziołkiewicz M. Advanced glycation end-products (AGEs): formation, chemistry, classification, receptors, and diseases related to AGEs. Cells 2022; 11(8), https://doi.org/10.3390/cells11081312.
56. Boccardi V., Mancinetti F., Mecocci P. Oxidative stress, advanced glycation end products (AGEs), and neurodegeneration in Alzheimer's disease: a metabolic perspective. Antioxidants (Basel) 2025; 14(9), https://doi.org/10.3390/antiox14091044.
57. Xiao W., Wang R.S., Handy D.E., Loscalzo J. NAD(H) and NADP(H) redox couples and cellular energy metabolism. Antioxid Redox Signal 2018; 28(3): 251–272, https://doi.org/10.1089/ars.2017.7216.
58. Bakalova R., Zhelev Z., Miller T., Aoki I., Higashi T. Vitamin C versus cancer: ascorbic acid radical and impairment of mitochondrial respiration? Oxid Med Cell Longev 2020; 2020: 1504048, https://doi.org/10.1155/2020/1504048.
59. Massudi H., Grant R., Guillemin G.J., Braidy N. NAD+ metabolism and oxidative stress: the golden nucleotide on a crown of thorns. Redox Rep 2012; 17(1): 28–46, https://doi.org/10.1179/1351000212Y.0000000001.
60. Nishida T., Naguro I., Ichijo H. NAMPT-dependent NAD+ salvage is crucial for the decision between apoptotic and necrotic cell death under oxidative stress. Cell Death Discov 2022; 8(1): 195, https://doi.org/10.1038/s41420-022-01007-3.
61. Sharma P., Xu J., Williams K., Easley M., Elder J.B., Lonser R., Lang F.F., Lapalombella R., Sampath D., Puduvalli V.K. Inhibition of nicotinamide phosphoribosyltransferase (NAMPT), the rate-limiting enzyme of the nicotinamide adenine dinucleotide (NAD) salvage pathway, to target glioma heterogeneity through mitochondrial oxidative stress. Neuro Oncol 2022; 24(2): 229–244, https://doi.org/10.1093/neuonc/noab175.