Метод нелинейной микроскопии в изучении состояния внеклеточного матрикса мочевого пузыря при тяжелых осложнениях лучевой терапии опухолей женской репродуктивной системы

Цель исследования — оценка возможностей изучения особенностей состояния внеклеточного матрикса мочевого пузыря после проведения лучевой терапии по поводу рака шейки матки и рака тела матки с помощью метода нелинейной микроскопии.

Материалы и методы. Исследованы две группы больных. 1-ю группу (n=75) составили пациентки, у которых после сочетанной лучевой терапии по поводу рака шейки матки или рака тела матки в сроки от одного года до одиннадцати лет развились побочные эффекты облучения тяжелой степени со стороны мочевого пузыря. Во 2-ю группу (n=80) вошли пациентки, страдающие хроническим циститом бактериальной этиологии с анамнезом заболевания более трех лет. Проведен сравнительный анализ цистоскопической картины слизистой оболочки и данных морфологического анализа биоптатов мочевого пузыря.

Впервые выполнено исследование состояния внеклеточного матрикса соединительной ткани мочевого пузыря после лучевой терапии методом нелинейной микроскопии в режимах генерации второй гармоники — для колллагена и двухфотонного возбуждения автофлюоресценции — для эластина. Для верификации полученных изображений исследованы параллельные гистологические срезы с окрашиванием гематоксилином и эозином, а также пикросириусом красным.

Результаты. Методом нелинейной микроскопии при лучевом и хроническом цистите выявлена сходная картина воспалительных изменений и фиброза ткани. Выраженность радиационных изменений мочевого пузыря напрямую зависела от времени после облучения, они были существенно более выраженными и грубыми по сравнению с хроническим циститом. Этот метод позволил выявить разницу в состоянии коллагеновых и эластических структур при лучевом поражении мочевого пузыря различной степени тяжести. При II степени тяжести лучевых осложнений структура коллагеновых волокон сохраняется на фоне их значительного уплотнения, а при III степени наблюдается их выраженная дезорганизация.

Заключение. Комбинация оптических методов (нелинейной микроскопии в сочетании со специфической окраской гистологических препаратов на коллаген) позволяет объективно оценить структурные изменения внеклеточного матрикса мочевого пузыря и определить степень их выраженности после воздействия ионизирующего излучения.

Полученные данные могут служить основой при разработке подходов к визуальной и количественной оценке результатов неинвазивных оптических методов мониторинга радиационно-индуцированного повреждения в мочевом пузыре, например поляризационными вариантами оптической когерентной томографии.

1. Dörr W. Radiation effect in normal tissue — principles of damage and protection. Nuklearmedizin 2010; 49(Suppl 1): S53–S58.
2. Dörr W., Hendry J.H. Consequential late effects in normal tissues. Radiother Oncol 2001; 61(3): 223–231, https://doi.org/10.1016/s0167-8140(01)00429-7.
3. Dörr W. Pathogenesis and repair of normal tissue damage. Radiother Oncol 2011; 99: S135, https://doi.org/10.1016/s0167-8140(11)70460-1.
4. Cancer Therapy Evaluation Program. Common terminology criteria for adverse events (CTCAE) (version 4.03). 2010. URL: https://evs.nci.nih.gov/ftp1/CTCAE/CTCAE_4.03_2010-06-14_QuickReference_5x7.pdf.
5. Stone H.B., Coleman C.N., Anscher M.S., McBride W.H. Effects of radiation on normal tissue: consequences and mechanisms. Lancet Oncol 2003; 4 (9): 529–536, https://doi.org/10.1016/s1470-2045(03)01191-4.
6. Haie-Meder C., de Crevoisier R., Bruna A., Lhommé C., Pautier P., Morice P., Castaigne D., Bourhis J. Concomitant chemoradiation in patients with cervix cancer. Bull Cancer 2005; 92(12): 1032–1038.
7. Tan L.T., Zahra M. Long-term survival and late toxicity after chemoradiotherapy for cervical cancer — the addenbrooke’s experience. Clin Oncol 2008; 20(5): 358–364, https://doi.org/10.1016/j.clon.2008.03.001.
8. Болтенко А.И. Современное лечение рака шейки матки. Новые подходы к комплексному лечению. Вестник Российского научного центра рентгенорадиологии 2008; 8. URL: http://vestnik.rncrr.ru/vestnik/v8/papers/boltenko_v8.htm.
9. Moonen L., van der Voet H., Horenblas S., Bartelink H. A feasibility study of accelerated fractionation in radiotherapy of carcinoma of the urinary bladder. Int J Radiat Oncol Biol Phys 1997; 37(3): 537–542, https://doi.org/10.1016/s0360-3016(96)00541-x.
10. Horwich A., Dearnaley D., Huddart R., Graham J., Bessell E., Mason M., Bliss J. A randomised trial of accelerated radiotherapy for localised invasive bladder cancer. Radiother Oncol 2005; 75(1): 34–43, https://doi.org/10.1016/j.radonc.2004.11.003.
11. Soete G., Arcangeli S., De Meerleer G., Landoni V., Fonteyne V., Arcangeli G., De Neve W., Storme G. Phase II study of a four-week hypofractionated external beam radiotherapy regimen for prostate cancer: Report on acute toxicity. Radiother Oncol 2006; 80(1): 78–81, https://doi.org/10.1016/j.radonc.2006.06.005.
12. Willett C.G., Ooi C.J., Zietman A.L., Menon V., Goldberg S., Sands B.E., Podolsky D.K. Acute and late toxicity of patients with inflammatory bowel disease undergoing irradiation for abdominal and pelvic neoplasms. Int J Radiat Oncol Biol Phys 2000; 46(4): 995–998, https://doi.org/10.1016/s0360-3016(99)00374-0.
13. Каприн А.Д., Титова В.А., Крейнина Ю.М., Кос­тин А.А. Урологические осложнения в онкогинеко­ло­ги­ческой практике: диагностика, интервенционная и консервативная коррекция. М; 2011; 168 с.
14. Herold D.M., Hanlon A.L., Hanks G.E. Diabetes mellitus: a predictor for late radiation morbidity. Int J Radiat Oncol Biol Phys 1999; 43(3): 475–479, https://doi.org/10.1016/s0360-3016(98)00460-x.
15. Hamstra D.A., Stenmark M.H., Ritter T., Litzenberg D., Jackson W., Johnson S., Albrecht-Unger L., Donaghy A., Phelps L., Blas K., Halverson S., Marsh R., Olson K., Feng F.Y. Age and comorbid illness are associated with late rectal toxicity following dose-escalated radiation therapy for prostate cancer. Int J Radiat Oncol Biol Phys 2013; 85(5): 1246–1253, https://doi.org/10.1016/j.ijrobp.2012.10.042.
16. Eifel P.J., Jhingran A., Bodurka D.C., Levenback C., Thames H. Correlation of smoking history and other patient characteristics with major complications of pelvic radiation therapy for cervical cancer. J Clin Oncol 2002; 20(17): 3651–3657, https://doi.org/10.1200/jco.2002.10.128.
17. Shadad A.K. Gastrointestinal radiation injury: prevention and treatment. World J Gastroenterol 2013; 19(2): 199–208, https://doi.org/10.3748/wjg.v19.i2.199.
18. Yarnold J., Brotons M.-C. Pathogenetic mechanisms in radiation fibrosis. Radiother Oncol 2010; 97(1): 149–161, https://doi.org/10.1016/j.radonc.2010.09.002.
19. Antonakopoulos G.N., Hicks R.M., Hamilton E., Berry R.J. Early and late morphological changes (including carcinoma of the urothelium) induced by irradiation of the rat urinary bladder. Br J Cancer 1982; 46(3): 403–416, https://doi.org/10.1038/bjc.1982.217.
20. Stewart F.A. Mechanism of bladder damage and repair after treatment with radiation and cytostatic drugs. Br J Cancer Suppl 1986; 7: 280–291.
21. Stewart F.A.., Akleyev A.V., Hauer-Jensen M., Hendry J.H., Kleiman N.J., Macvittie T.J., Aleman B.M., Edgar A.B., Mabuchi K., Muirhead C.R., Shore R.E., Wallace W.H. ICRP Publication 118: ICRP statement on tissue reactions and early and late effects of radiation in normal tissues and organs — threshold doses for tissue reactions in a radiation protection context. Ann ICRP 2012; 41(1–2): 1–322, https://doi.org/10.1016/j.icrp.2012.02.001.
22. Lattouf R., Younes R., Lutomski D., Naaman N., Godeau G., Senni K., Changotade S. Picrosirius red staining: a useful tool to appraise collagen networks in normal and pathological tissues. J Histochem Cytochem 2014; 62(10): 751–758, https://doi.org/10.1369/0022155414545787.
23. Antonakopoulos G.N., Hicks R.M., Berry R.J. The subcellular basis of damage to the human urinary bladder induced by irradiation. J Pathol 1984; 143(2): 103–116, https://doi.org/10.1002/path.1711430205.
24. Jaal J., Dörr W. Radiation-induced damage to mouse urothelial barrier. Radiother Oncol 2006; 250–256, https://doi.org/10.1016/j.radonc.2006.07.015.
25. Jaal J., Dörr W. Radiation effects in mouse urinary bladder: changes in vascular volume. Radiother Oncol 2003; 67(Suppl 1): S8, https://doi.org/10.1016/s0167-8140(03)80560-1.
26. Maslennikova A., Kochueva M., Ignatieva N., Vitkin A., Zakharkina O., Kamensky V., Sergeeva E., Kiseleva E., Bagratashvili V. Effects of gamma irradiation on collagen damage and remodeling. Int J Radiat Biol 2015; 91(3): 240–247, https://doi.org/10.3109/09553002.2014.969848.
27. Kuznetsov S.S., Dudenkova V.V., Kochueva M.V., Kiseleva E.B., Ignatieva N.Yu., Zakharkina O.L., Sergeeva E.A., Babak K.V., Maslennikova А.V. Multiphoton microscopy in the study of morphological characteristics of radiation-induced injuries of the bladder. Sovremennye tehnologii v medicine 2016; 8(2): 31–39, https://doi.org/10.17691/stm2016.8.2.04.
28. Павлова В.Н., Копьева Т.Н., Слуцкий Л.И., Пав­лов Г.Г. Хрящ. М: Медицина; 1988; 320 с.
29. Гистология. Под ред. Улумбекова Э.Г., Челы­ше­ва Ю.А. М: ГЭОТАР-Мед; 2001; 670 с.
30. Kiseleva E., Kirillin M., Feldchtein F., Vitkin A., Sergeeva E., Zagaynova E., Streltzova O., Shakhov B., Gubarkova E., Gladkova N. Differential diagnosis of human bladder mucosa pathologies in vivo with cross-polarization optical coherence tomography. Biomed Opt Express 2015; 6(4): 1464–1476, https://doi.org/10.1364/boe.6.001464.

Streltsova O.S., Maslennikova А.V., Yunusova K.E., Dudenkova V.V., Kiseleva E.B., Kochueva М.V., Tararova E.A., Malikov D.K., Vorobieva A.S., Krupin V.N. Nonlinear Microscopy in Studying Extracellular Matrix State of the Urinary Bladder in Severe Complications after Radiation Therapy of Female Pelvic Tumors. Sovremennye tehnologii v medicine 2017; 9(2): 19, https://doi.org/10.17691/stm2017.9.2.02